Summary

마우스 수술 모델에서 확장된 78% 간절제술

Published: May 24, 2024
doi:

Summary

부분 2/3(66%) 간절제술의 마우스 모델은 문헌에 잘 설명되어 있지만, 간 이식 후 소형 증후군을 모방한 더 확장된 간절제술은 거의 사용되지 않았습니다. 우리는 건강한 마우스에서 약 50%의 수술 후 치사율을 초래하는 마우스 모델에서 확장된 78% 간 절제술 절차에 대해 설명합니다.

Abstract

생쥐의 부분 2/3 간 절제술은 간의 재생 능력을 연구하고 여러 질병 모델에서 간 절제 결과를 탐색하기 위한 연구에 사용됩니다. 생쥐의 고전적인 부분 2/3 간절제술에서는 5개의 간엽 중 2개, 즉 간 질량의 약 66%를 차지하는 좌엽과 정중엽을 일괄 적으로 절제하며 수술 후 생존율이 100%로 예상됩니다. 보다 공격적인 부분 간절제술은 기술적으로 더 까다롭기 때문에 생쥐에는 거의 사용되지 않았습니다. 우리 연구팀은 좌측, 정중엽, 우측 상엽을 포함한 5개의 간엽 중 3개를 개별적으로 절제하여 전체 간 종괴의 약 78%를 제거하는 확장 간절제술의 마우스 모델을 개발했습니다. 그렇지 않으면 건강한 쥐에서 이러한 확장된 절제는 항상 적절하고 시기적절한 재생을 유지할 수 없는 잔여 간을 남깁니다. 재생에 실패하면 결국 전격성 간부전으로 인해 1주일 이내에 수술 후 치사율이 50%에 이릅니다. 생쥐에서 78%의 간절제술을 연장하는 이 시술은 소형 증후군 연구와 간 이식 또는 암에 대한 장기 간 절제 환경에서 간 재생 및 결과를 개선하기 위한 치료 전략 평가를 위한 독특한 수술 모델을 나타냅니다.

Introduction

1931년에 처음 기술된 생쥐 및 쥐의 외과적 간 절제 모델은 간 재생의 분자적 기초를 연구하는 데 사용되는 가장 일반적인 실험 모델입니다. 또한 장기간의 절제 또는 차선의 간 이식 후 결과를 개선하기 위한 전략을 테스트하고 개발하기 위한 중개 과학 연구에서 유용할 수 있습니다 1,2,3,4. 생쥐에서 부분 간절제술(PH)은 총 간량(TLM)의 약 2/3(66%)를 제거하는 것을 수반하며, 건강한 동물에서 시행할 경우 탁월한 결과를 보인다5. 이 시술은 기간이 짧고 쥐의 간 해부학적 구조에 변화가 거의 없어 쉽게 재현할 수 있으며 수술 후 생존율은 일반적으로 100%에 가깝습니다1.

좌엽(LL)과 정중엽(ML)의 절제를 포함하는 부분 2/3 간절제술은 잔엽 염증이나 간 유입 및 유출 제한에 의해 상대적으로 방해받지 않고 잔엽이 재생될 수 있도록 합니다. 오히려, PH에 따른 간맥 흐름의 증가와 그에 따른 간 정현파 내피 세포의 전단 스트레스는 내피 산화질소 합성효소(eNOS) 발현의 지속적인 상향 조절과 그에 따른 산화질소(NO) 방출을 초래하며, 이는 증식 및 간 재생을 위한 간세포의 프라이밍에 기여합니다3. 비알코올성 지방간 질환 또는 특정 유전적 배경과 같은 질병 모델에서 PH 2/3 후 일반적으로 연구되는 결과에는 급성 간부전 위험, 간 재생 능력의 질적 및 정량적 측정, 스트레스 또는 외상성 손상에 대한 기타 생물학적 반응이 포함됩니다 1,3.

그러나 기능적 또는 해부학적 소형 증후군을 모방한 마우스 모델은 암에 대한 장기간의 절제술 또는 변연부(지방증 또는 장기간의 허혈성 시간) 또는 부분(분할 또는 생체 기증자의 간) 간 이식 후에 발생하기 때문에 잘 확립된 상태로 남아 있습니다. 이러한 요구를 해결하기 위해, 최소한의(그리고 기능적인) 간 종괴의 유지를 넘어서는 보다 광범위한 간 절제 모델은 작은 크기의 간 증후군과 이 증후군과 관련된 높은 사망률을 모델링하기 위해 필요하다 6,7.

쥐의 간 해부학적 구조는 최소한의 변화를 보입니다. 생쥐의 간은 5개의 엽으로 구성되어 있으며, 각 엽은 전체 간 질량에서 다음과 같은 비율을 차지합니다: 좌엽(LL; 34.4 ± 1.9%), 정중엽(ML; 26.2 ± 1.9%), 우상엽(RUL; 16.6 ± 1.4%), 우하단(우하엽이라고도 함)(RLL; 14.7 ± 1.4%), 미상엽(CL, 8.1 ± 1.0%)1, 5. 각 엽은 간동맥의 분지, 문맥의 분지 및 담관5을 포함하는 문맥 삼각체에 의해 공급된다. 역사적으로 LL과 ML을 절제하여 2/3 PH를 수행하기 위한 몇 가지 기술이 설명되었습니다. 여기에는 다음이 포함됩니다 : 1) 각 절제 된 엽의 기저부에서 단일 합자 en bloc으로 구성되는 고전적 기술; 2) 절제된 로브의 기저부에 적용된 티타늄 클립을 사용하는 지혈 클립 기술; 3) 클램프에 근접한 피어싱 봉합사를 사용하는 혈관 지향 실질 보존 기술; 4) 엽 절제술1 전에 문맥 및 간동맥 가지를 결찰하는 혈관 중심의 미세 수술 기법. 각 기술에는 상대적인 강점과 약점이 있지만 더 높은 치사율 1,8,9를 제공하는 기술은 없습니다.

이 연구에서는 마우스에서 78% PH를 확장하는 새로운 방법을 제시합니다. 이 모델에서는 LL, ML 및 RUL을 포함한 5개의 간엽 중 3개를 합자 기법을 사용하여 개별적으로 제거합니다(그림 1). 이 시술은 전체 간 종괴의 약 78%(77.2 ± 5.2%)를 절제합니다. 고전적인 PH 기법에서와 같이 “en bloc”이 아닌 LL과 ML을 별도로 제거하는 우리의 선택은 단일 합자가 대정맥1에 너무 가깝게 적용될 때 나머지 엽의 괴사 위험 증가와 같은 이 두 엽의 엉뚱한 절제술과 관련된 합병증을 최소화합니다. 10,11,12,13,14입니다. 이것은 RUL을 제거하기 위해 이 절차의 마지막 단계로 이동하기 전에 중요합니다. 8-12주 된 야생형 C57BL/6 마우스에 대한 이 광범위한 간절제술은 간 재생 실패로 인해 수술 후 1주일 이내에 50%의 치사율을 유발하여 전격성 간부전을 유발합니다15,16. 78%의 확장된 간절제술 후 치사율이 증가한 이 마우스 모델은 소형 증후군의 병태생리학을 적절하게 요약하고 결과를 개선하기 위한 새로운 전략의 개발 및 테스트를 가능하게 합니다.

Protocol

이 절차 프로토콜에 설명된 방법은 Beth Israel Deaconess Medical Center(BIDMC)의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았습니다. 모든 실험은 IACUC 및 BIDMC 동물 연구 시설 지침에 따라 완료되었습니다. 1. 마우스 수술 전 준비 클리퍼로 흉골 중앙에서 치골 상부까지 쥐의 복부를 면도합니다. 100% 산소에 1-4% 이소플루란으로 전신 마취를 유도합니다…

Representative Results

78%의 장시간 간절제술이 성공적이라면 8-12주 된 건강한 성인 마우스에서 1주일 이내에 50%의 사망률을 유발할 것으로 예상된다16. 적절하게 시행하면 출혈을 최소화할 수 있습니다. 지속되는 잔류 출혈은 수동 압력으로 제어할 수 있습니다. 수술 후 24시간 이내에 수술 전후 사망하는 것은 종종 기술적 오류로 인해 발생합니다. 기술적 결함에는 난치성 수술 중 출혈을 유발하는 큰 …

Discussion

생쥐에서 50%의 치사율을 유발하는 78%의 장시간 간절제술을 성공적으로 수행하기 위해서는 각 간엽을 정밀하게 절제하는 것이 중요합니다. 이러한 수준의 역량과 정밀도는 절차를 반복적으로 수행하는 경우에만 달성 할 수 있습니다. 교육 곡선은 작업자마다 다르지만 일반적으로 3-6개월의 연습이 필요합니다. TLM의 78% 미만을 제거하는 간 절제술은 생존율을 높이는 반면, TLM의 78% 이상을 제거하는…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 NIH R01 보조금 DK063275와 CF에 대한 HL086741 지원되었습니다. PB 및 TA는 NHLBI T32 교육 보조금 HL007734로부터 NRSA 펠로우십을 받았습니다.

Materials

2 x 2 Gauze Covidien 2146 Surgery: dissection
5-O Nylon Monofilament Suture Oasis 50-118-0631 Surgery: Skin closure
5-O Silk Suture Fine Science Tools 18020-50 Surgery: liver lobe ligation
5-O Vicryl Suture Ethicon NC9335902 Surgery: Abdominal wall closure
Addson Forceps Braintree Scientific FC028 Surgery: dissection
Alcohol Swabs (2) BD 326895 Disinfectant
Buprenorphine Extended Release Formulation  Zoopharm N/A Analgesia
Cordless Trimmer Braintree Scientific CLP-9868-14 Shaving
Curved Forceps Braintree Scientific FC0038 Surgery: dissection
Hemostat Braintree Scientific FC79-1 Surgery: dissection
Isoflurane Inhalant Anesthetic  Patterson Veterinary RXISO-250 General Anesthesia
Magnet Fixator (2-slot) (2) Braintree Scientific ACD-001 Surgery: to hold small retractors
Magnet Fixator (4-slot)  Braintree Scientific ACD-002 Surgery: to hold small retractors
Microscissors Braintree Scientific SC-MI 151 Surgery: dissection
Operating tray Braintree Scientific ACD-0014 Surgery: for establishment of surgical field 
Povidone Iodine 10% Swabstick (2) Medline MDS093901ZZ Disinfectant
Scalpel (15-blade) Aspen Surgical Products 371615 Surgery: dissection
Sharp Scissors (Curved) Braintree Scientific SC-T-406 Surgery: dissection
Sharp Scissors (Straight) Braintree Scientific SC-T-405 Surgery: dissection
Small Cotton-Tipped Applicators Fisher Scientific 23-400-118 Surgery: dissection
Tissue Forceps (Straight x2) Braintree Scientific FC1001 Surgery: dissection
Warming Pad (18" x 26") Stryker TP 700 Warming
Warming Pad Pump Stryker TP 700 Warming
Wire Handle Retractor (2)  Braintree Scientific ACD-005 Surgery: to facilitate exposure of peritoneal cavity
Xenotec Isoflurane Small Animal Anesthesia System Braintree Scientific EZ-108SA General Anesthesia: Contains Isoflurane vaborizer & console, Induction chamber, Regulator/Hose, Facemask (M)

References

  1. Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. Rodent models of partial hepatectomies. Liver Int. 28 (1), 3-11 (2008).
  2. Higgins, G., Anderson, R. Experimental pathology of the liver I. Restoration of the liver of the white rat following partial surgical removal. Arch Pathol. 12, 186-202 (1931).
  3. Koniaris, L. G., McKillop, I. H., Schwartz, S. I., Zimmers, T. A. Liver regeneration. J Am Coll Surg. 197 (4), 634-659 (2003).
  4. Fausto, N., Campbell, J. S., Riehle, K. J. Liver regeneration. Hepatology. 43 (2), S45-S53 (2006).
  5. Inderbitzin, D., et al. Magnetic resonance imaging provides accurate and precise volume determination of the regenerating mouse liver. J Gastrointest Surg. 8 (7), 806-811 (2004).
  6. Clavien, P. A., et al. What is critical for liver surgery and partial liver transplantation: size or quality. Hepatology. 52 (2), 715-729 (2010).
  7. Dahm, F., Georgiev, P., Clavien, P. A. Small-for-size syndrome after partial liver transplantation: definition, mechanisms of disease and clinical implications. Am J Transplant. 5 (11), 2605-2610 (2005).
  8. Hori, T., et al. Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique. World J Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).
  9. Kamali, C., et al. Extended liver resection in mice: state of the art and pitfalls-a systematic review. Eur J Med Res. 26 (1), 6 (2021).
  10. Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).
  11. Borowiak, M., et al. Met provides essential signals for liver regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (29), 10608-10613 (2004).
  12. Boyce, S., Harrison, D. A detailed methodology of partial hepatectomy in the mouse. Lab Anim (NY). 37 (11), 529-532 (2008).
  13. Greene, A. K., Puder, M. Partial hepatectomy in the mouse: technique and perioperative management. J Invest Surg. 16 (2), 99-102 (2003).
  14. Mitchell, C., Willenbring, H. Erratum: A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat Protoc. 9 (6), 1532 (2014).
  15. Studer, P., et al. Significant lethality following liver resection in A20 heterozygous knockout mice uncovers a key role for A20 in liver regeneration. Cell Death Differ. 22 (12), 2068-2077 (2015).
  16. Longo, C. R., et al. A20 protects mice from lethal radical hepatectomy by promoting hepatocyte proliferation via a p21waf1-dependent mechanism. Hepatology. 42 (1), 156-164 (2005).
  17. Michalopoulos, G. K., DeFrances, M. C. Liver regeneration. Science. 276 (5309), 60-66 (1997).
  18. Diehl, A. M., Rai, R. M. Liver regeneration. 3. Regulation of signal transduction during liver regeneration. FASEB J. 10 (2), 215-227 (1996).
  19. . A comparison of selected organ weights and clinical pathology parameters in male and female CD-1 and CByB6F1 hybrid mice 12-14 weeks in age Available from: https://www.criver.com/sites/default/files/resources/doc_a/AComparisonofSelectedOrganWeightsandClinicalPathologyParametersinMaleandFemaleCD-1andCByB6F1HybridMice12-14WeeksinAge.pdf (2023)
  20. CD-1® IGS mouse. Charles River Laboratories Available from: https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-1r-igs-mouse?region=3611 (2023)
  21. C57BL/6J mouse organ weight. The Jackson Laboratory Available from: https://www.jax.org/de/-/media/jaxweb/files/jax-mice-and-services/b6j-data-summary.xlsx (2023)
  22. Inderbitzin, D., et al. Regenerative capacity of individual liver lobes in the microsurgical mouse model. Microsurgery. 26 (6), 465-469 (2006).
  23. Zhou, X., et al. L-carnitine promotes liver regeneration after hepatectomy by enhancing lipid metabolism. J Transl Med. 21 (1), 487 (2023).
  24. Linecker, M., et al. Omega-3 fatty acids protect fatty and lean mouse livers after major hepatectomy. Ann Surg. 266 (2), 324-332 (2017).
  25. Haber, B. A., et al. High levels of glucose-6-phosphatase gene and protein expression reflect an adaptive response in proliferating liver and diabetes. J Clin Invest. 95 (2), 832-841 (1995).
  26. Rickenbacher, A., et al. Arguments against toxic effects of chemotherapy on liver injury and regeneration in an experimental model of partial hepatectomy. Liver Int. 31 (3), 313-321 (2011).
  27. Aravinthan, A. D., et al. The impact of preexisting and post-transplant diabetes mellitus on outcomes following liver transplantation. Transplantation. 103 (12), 2523-2530 (2019).
  28. Gonzalez, H. D., Liu, Z. W., Cashman, S., Fusai, G. K. Small for size syndrome following living donor and split liver transplantation. World J Gastrointest Surg. 2 (12), 389-394 (2010).
  29. Mahmud, N., et al. Risk prediction models for post-operative mortality in patients with cirrhosis. Hepatology. 73 (1), 204-218 (2021).
  30. Kooby, D. A., et al. Impact of steatosis on perioperative outcome following hepatic resection. J Gastrointest Surg. 7 (8), 1034-1044 (2003).
  31. Ma, K., et al. A mesenchymal-epithelial transition factor-agonistic antibody accelerates cirrhotic liver regeneration and improves mouse survival following partial hepatectomy. Liver Transpl. 28 (5), 782-793 (2022).
  32. Hori, T., et al. Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse. Ann Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).
  33. Ramsey, H. E., et al. A20 protects mice from lethal liver ischemia/reperfusion injury by increasing peroxisome proliferator-activated receptor-alpha expression. Liver Transpl. 15 (11), 1613-1621 (2009).
  34. Arvelo, M. B., et al. A20 protects mice from D-galactosamine/lipopolysaccharide acute toxic lethal hepatitis. Hepatology. 35 (3), 535-543 (2002).

Play Video

Cite This Article
Brennan, P., Patel, N., Aridi, T., Zhan, M., Angolano, C., Ferran, C. Extended 78% Hepatectomy in a Mouse Surgical Model. J. Vis. Exp. (207), e66528, doi:10.3791/66528 (2024).

View Video