Utveckling av en bio-hybrid mygg Stinger-baserad atomkraftsmikroskopisond

Summary

Kvantitativa och kontrollerade undersökningar av insekters bitbeteenden är avgörande för att utforma effektiva strategier för att bekämpa vektorburna sjukdomar. I detta sammanhang introduceras en metod för att tillverka en bio-hybrid atomkraftsmikroskopi (AFM) sond.

Abstract

Myggor, som är ökända som de dödligaste djuren för människor på grund av deras förmåga att överföra sjukdomar, utgör en ständig utmaning för folkhälsan. Den primära förebyggande strategi som för närvarande används involverar kemiska avskräckningsmedel, som ofta visar sig vara ineffektiva eftersom myggor snabbt utvecklar resistens. Därför är det viktigt att uppfinna nya förebyggande metoder. En sådan utveckling är beroende av en grundlig förståelse för myggbitningsbeteenden, vilket kräver en experimentell uppställning som exakt replikerar faktiska bitningsscenarier med kontrollerbara testparametrar och kvantitativa mätningar. För att överbrygga denna klyfta konstruerades en biohybrid atomkraftsmikroskopi (AFM), med en biologisk gadd - specifikt en mygglabrum - som spets. Denna biohybridsond, som är kompatibel med vanliga AFM-system, möjliggör en nästan autentisk simulering av myggors penetrationsbeteende. Denna metod markerar ett steg framåt i den kvantitativa studien av bitmekanismer, vilket potentiellt kan leda till skapandet av effektiva barriärer mot vektorburna sjukdomar (VBD) och öppna nya vägar i kampen mot myggöverförda sjukdomar.

Introduction

Världshälsoorganisationen (WHO) rapporterade att vektorburna sjukdomar (VBD) står för över 17 % av alla infektionssjukdomar, som orsakar mer än 7 00 000 dödsfall per år globalt. Till exempel, som det dödligaste djuret i världen, sprider myggor många patogener, såsom dengue, malaria och zika, genom bloduppsugande leddjur, vilket resulterar i 700 miljoner infektioner varje år¹. Utforskningar mot utvecklingen av effektiva åtgärder för att förhindra VBD är av avgörande betydelse, inklusive att efterlikna myggors penetrationsbeteenden för att undersöka deras bitmekanismer och studier av potentiella hinder för att bevisa deras effektivitet när det gäller att förhindra penetration. En viktig utmaning är att utveckla lämpliga metoder för att utföra sådana undersökningar. Ansträngningar har gjorts i litteraturen, inklusive utvecklingen av nålar i mikroskala som liknar geometrin hos en myggsticka; Men många av de material som används för att tillverka dessa mikronålar (dvs. viskoelastiska material², kisel (Si), glas, keramik³, etc.) har andra mekaniska egenskaper än det biologiska materialet i myggans snabel. De konstruerade materialen kan vara spröda och benägna att spricka och buckla ^3,4, medan myggans snabel tål brott eller buckling bättre⁴. Fördelen med att ha en biohybridsond som använder labrum från en mygga istället för konstruerade material är att det kan vara en mer exakt representation av myggors genomträngande mekanism. Dessutom måste specialverktyg integreras med mikronålar för att utföra kvantitativa studier, såsom noggrann mätning av kraft⁵, vilket inte är lätt att uppnå med anpassade uppställningar med hjälp av konstruerade mikronålar.

Atomkraftsmikroskopi (AFM)-baserad metod är lovande genom att den fungerar genom att använda en utskjutande med en ultrafin spets som är noggrant placerad nära ett provs yta. Spetsen kan antingen skanna över eller pressas mot/in i en yta, och uppleva varierande attraktiva eller repulsiva krafter på grund av dess interaktioner med ett prov⁶. Dessa interaktioner leder till konsolens avböjning, som spåras genom reflektionen av en laserstråle från konsolens topp på en fotodetektor⁶. Systemets exceptionella känslighet för rörelse gör det möjligt för AFM att utföra ett brett spektrum av mätningar, inklusive men inte begränsat till morfologisk kartläggning med pikometernoggrannhet, kraftmätningar som sträcker sig från pikonewton till mikronewton och omfattande multifysikundersökningar⁷. Till exempel kan AFM-fördjupningar utföras för att exakt bedöma svaret på den applicerade kraften hos ett prov och även för att mäta hårdheten, elasticiteten och andra mekaniska egenskaper hos ett prov genom koppling till lämpliga analytiska modeller⁸. AFM:s sond är oftast gjord av kisel (Si) eller kiselnitrid (Si₃N₄)⁸ med en längd på 20-300 μm⁹ och en spetsradie i storleksordningen flera till tiotals nanometer¹⁰. Spetsradien i nanometerskala kan vara idealisk för applikationer som högupplöst avbildning; Den har dock inte egenskaperna hos biologiska stingers för studier som försöker efterlikna penetrationsbeteenden när det gäller styvhet, radie, form och bildförhållande. Till exempel är mikronålsstrukturen hos en mygga fascikeln, som har ett bildförhållande på ~60¹¹ (längd ~1,5 mm till 2 mm; diameter ~30 μm)¹². Även om en konventionell AFM-sond kan antas likna en biologisk gadd som ett labrum, kommer dess distinkta materialegenskaper och dimensioner inte att återspegla den verkliga situationen under ett bett.

För att möjliggöra kvantitativa undersökningar av penetrationsbeteenden som efterliknar biologiska bett hos insekter eller andra djur med gaddar, utvecklas här en process för att tillverka bio-hybrid AFM-konsoler med en biologisk gadd som spets. Som en fallstudie demonstrerades framgångsrikt en AFM-konsol med en mygglabrumsspets fäst. Genom att utnyttja befintlig information från litteratur om de typiska införingskrafter som en mygga använder för att tränga igenom offrets hud^12,13, kan denna biohybrida AFM-konsol potentiellt möjliggöra nästan verklig härmning av myggbett under en vanlig AFM. Protokollet för att utnyttja mikrobiologiska stingers för att tillverka biohybrida AFM-konsoler kan också tillämpas på utvecklingen av andra vassa stinger-baserade biohybrid AFM-konsoler för kvantitativa undersökningar av en mängd olika bitmekanismer.

Terminologier
En schematisk bild av en snabel och dess komponenter av intresse visas i figur 1, och deras definitioner är (1) SNABEL: en kroppsdel från munnen på en mygga som gör att myggan kan äta sig själv, med en kärna-skalstruktur som består av fascikeln (kärnan) och blygdläppet (skalet), (2) Labium: det mörka och trubbiga yttre höljet av en snabel², (3) Fascikel: en grupp smala nålar som finns inuti labium, inklusive två maxillae, två underkäkar, en hypofarynx och ett labrum², (4) Hypofarynx: ansvarig för att utsöndra saliv i värdens blodomlopp², (5) Maxillae: tandad medlem som hjälper till med matningsmekanismen², (5) Underkäkar: liknar överkäken, de hjälper myggan i matningsmekanismen och har en vass spets², (6) Labrum: den huvudsakliga medlemmen för att penetrera huden på ett offer, som är mycket större än överkäkarna, underkäkarna och hypofarynx. Den har också sensoriska strukturer som gör att den kan hitta blodkärl och inre kanaler under huden², (7) Manipulator: en enhet med tre frihetsgrader och mikronskala noggrannhet för positionering, vilket möjliggör rörelse i XYZ-riktningar, (8) Klämaggregat: en specialtillverkad 2-delad klämma monterad på manipulatorn som används för att klämma fast den spetslösa AFM-konsolen under experimentet.

Protocol

Den myggart som används för detta protokoll är en oinfekterad vuxen hona Aedes aegypti (A. aegypti), som fryses och förvaras i en frys med -20 °C. Arten tillhandahölls av NIH/NIAID Filariasis Research Reagens Resource Center för distribution genom BEI Resources, NIAID, NIH: Uninfected Aedes aegypti, Strain Black Eye Liverpool (Frozen), NR-48920. De reagenser och den utrustning som används för studien är listade i materialtabellen.

1. Dissekering av labium från snabeln

1. Använd en pincett för att placera en död mygga på ett glasglas under mikroskopet och se till att det finns en avsmalnande spets i änden av snabeln (Figur 2A).
2. Medan du håller myggan på glasglasskivan, placera ett skalpellblad försiktigt över blygdläppen nära myggans huvud (Figur 2B).
3. Fortsätt med att göra ett snitt över hela den övre halvan av labiumet (ett snitt på cirka 80 μm) med ett grunt penetrationsdjup genom tjockleken på labiumet. Se till att applicera ett lätt tryck på bladet för att endast skära blygdläpparna men inte fascikeln som ligger under.
4. Med en pincett håller du fast myggans huvud och med en annan precisionspincett nyper du lätt ihop labiumet i vilken position som helst mellan den avsmalnande spetsen och platsen för snittet (Figur 2B).
   1. Dra pincetten som håller labiumet i riktning mot den avsmalnande spetsen (Figur 2C). Fortsätt att dra i pincetten tills blygdläpparna har slitits loss och har tagits bort helt från fascikeln.
5. Placera myggan under mikroskopet och kontrollera om labrumspetsen är närvarande. Detta kan identifieras genom närvaron av en avsmalnande spets på fascikeln (Figur 2D).

2. Separera labrumets spets från de andra fascikelelementen

1. Clamp och stäng spetsarna på en uppsättning precisionspincett och placera spetsen på pincetten precis bredvid labrum nära dess spets.
2. Använd pincettspetsen för att applicera en mild kraft på labrum i riktningen vinkelrätt mot fascikelns längd (Figur 3A).
3. Fortsätt att trycka labrum över glasglaset tills separation av labrum från de andra fascikelelementen uppnås.
4. Inspektera provet under mikroskopet för att verifiera att korrekt separation mellan labrum och andra fascikeldelar har uppnåtts (figur 3, vänster). Om separeringen misslyckas, gå tillbaka till steg 2.1.

3. Skära av labrumets spets

1. Medan labrum fortfarande är på glasglaset, placera ett skalpellblad över labrum på ungefär ~200 μm avstånd från labrumets spets (Figur 4A). Applicera försiktigt tillräckligt tryck och skär spetsen på labrum hela vägen igenom. Även om labrumspetsen helst bör vara så kort som möjligt, är ~200 μm det bästa som den nuvarande metoden kan hantera.
2. Mät längden på snittlabrum för att säkerställa att det inte är längre än 300 μm (Figur 4B) med hjälp av någon digital mätprogramvara. I detta protokoll användes ImageJ¹⁴.

4. Ta tag i spetsen av labrum

1. Med en precisionspincett lokaliserar och isolerar du labrumets spets på glasglaset. Kassera alla delar som finns kvar på glasglaset förutom labrumspetsen.
2. Med samma precisionspincett, nyp långsamt och lätt ihop labrum så att den avskurna änden är fri och fri från pincetten. Se också till att riktningen på labrum är parallell med riktningen på pincettens längd och att den avskurna änden av labrum pekar bort från pincettens kropp.
3. När provet är ordentligt klämt, ta bort klämkraften som håller ihop pincettens spetsar. Labtrumets spets kommer att fastna på en av pincettens spetsar.
4. Inspektera pincettens spetsar under ett mikroskop och se till att labrumspetsen finns på en av pincettens spetsar (Figur 5). Om labrumets spets inte är på pincetten, se tillbaka till steg 4.2, och om labrumets spets inte är på pincetten eller på glasglaset, se tillbaka till steg 1.

5. Applicera epoxi på den spetslösa utskjutande balken

1. Placera en droppe (~0,05 ml) epoxi på kanten av ett nytt glasglas genom att direkt droppgjuta limmet från den ursprungliga flaskan/behållaren. Placera den epoxihaltiga glasskivan under sondstationen och fokusera på den.
2. Montera den spetslösa AFM-konsolen på klämaggregatet genom att säkra basen (dvs. den större änden), lämna den utskjutande änden fri och upphängd i rymden. Se till att botten av AFM-utskjutaren är vänd nedåt.
3. Montera manipulatorn på sondstationen.
4. Höj Z-axeln på manipulatorn till ett läge där den spetslösa utskjutande delen är några millimeter ovanför den epoxihaltiga glasskivan.
5. Flytta manipulatorn manuellt så att den spetslösa utskjutaren är synlig i fältet view av kameran på sondstationen.
6. Använd manipulatorn för att flytta AFM-konsolen längs X- och Y-riktningarna tills spetsen på konsolen vilar direkt ovanför epoxin på kanten av glasglaset.
7. Använd manipulatorn igen och sänk långsamt den spetslösa utskjutaren i Z-riktning över kanten på glasskivan.
8. När utskjutaren sänks och närmar sig glasskivan, fortsätt att sänka utskjutaren mycket långsamt tills den först vidrör epoxin. Sänk inte ner konsolen ytterligare.
9. Koppla försiktigt in manipulatorn för att långsamt flytta utskjutaren i X- eller Y-riktningen och ta bort utskjutaren från epoxipoolen genom att kontinuerligt flytta utskjutaren i den valda riktningen tills utskjutaren är helt separerad från epoxin på glasskivan. Den spetslösa konsolen ska ha en miniatyrbubbla av epoxi i spetsen, synlig under sondstationen.
10. Höj utskjutaren i Z-riktning med hjälp av manipulatorn.

6. Bindning av labrumets spets till den spetslösa utskjutande balken

1. Rotera manipulatorn runt konsolens långa axel 90 grader och vila manipulatorn på sondstationen på sidan. I denna konfiguration är tjocklekarna längs längden på AFM-konsolen i vertikal riktning.
2. Placera precisionspincetten som innehåller labrumets spets under sondstationens kamera så att hela längden på labrumets spets är synlig på datorskärmen.
3. Placera manipulatoraggregatet som håller clamp och den spetslösa utliggaren under sondstationens kamera så att hela längden på den spetslösa utskjutande är synlig på datorskärmen.
4. Fokusera sondstationens mikroskop på labrumets spets och den spetslösa utskjutande konsolen.
5. Rikta utskjutaren vinkelrätt mot labrumets spets genom att försiktigt och manuellt rotera manipulatorn (Figur 6A).
6. Använd manipulatorns frihetsgrader och flytta långsamt den spetslösa konsolen i XY-riktningarna så att limmet på konsolen kommer i kontakt med den avskurna änden av labrumets spets (Figur 6B).
7. Härda epoxin och stelna skärningspunkten mellan utliggaren och mygglabrum.
8. När epoxin har härdat, koppla försiktigt in manipulatorn i XY-riktningarna och flytta utskjutaren bort från pincetten, för att verifiera att labrumets spets nu står på den spetslösa utskjutande balken (Figur 6C).

Representative Results

Svepelektronmikroskopibilder (SEM) av den tillverkade bio-hybrid AFM-sonden finns i figur 7. Änden av labrum limmades framgångsrikt på den spetslösa utskjutande balken. På grund av den naturliga krökningen av myggstingers och den manuella driften av det presenterade protokollet är det extremt svårt att få en fribärande med en stingerspets perfekt vinkelrät mot utskjutaren. Den förskjutna vinkeln mellan stingern och en imaginär mittlinje vinkelrät mot utskjutaren är vanligtvis ~10 grader. Även om det verkar vara ett vanligt problem när man monterar en sond på en AFM-konsol¹⁵, måste den oavsiktliga lutningen beaktas när man utför kraft-/spänningsanalys. Det skulle vara intressant för framtida studier att fokusera på att förbättra tillverkningsprotokollet och att utföra studier med hjälp av biohybridsonden. Detta är det första försöket att göra en biohybrid AFM-sond med hjälp av en insektsgadd.

Figur 1: Schematisk bild av en myggas snabel. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figur 2: Avlägsnande av labium på en mygga snabel. (A) En mygga med en full snabel som visar närvaron av den intakta avsmalnande spetsen. (B) Placeringen av labiumsnittet och pincettens placering på labiumet under labiumborttagningsprocessen. (C) Riktningen för pincettdragningen under avlägsnandet av labiumet. (D) Den slutliga dissekerade fascikeln med en intakt spets efter avlägsnande av labium, med den avsmalnande labrumspetsen fortfarande närvarande och intakt. Skalstreck: 200 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figur 3: Separation av labrum från oönskade fascikelelement. (A) Placering av pincettens placering och riktning av pincettens tryckning som en teknik för att separera snabel fascikelelementen. (B) SNABEL efter att ha manipulerats för att separera labrum från andra fascikelmedlemmar. Skalstreck: 200 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figur 4: Isolering av den önskade labrumspetsen för montering på AFM-konsolen. (A) Platsen för labrumsnittet för avlägsnande av labrumspetsen. Skalstreck: 200 μm. (B) Labrumets spets, när den väl har skurits av från labrumkroppen, mäter ungefär 200-300 μm i längd. Skalstapel: 50 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figur 5: Montering av labrumspetsen på en pincett före limningsprocessen. Labrumspetsen fastnade på en av pincettens spetsar, med den oklippta änden av labrum fri och pekande bort från pincettens kropp. Skalstapel: 200 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figur 6: Sekvens för montering av labrumets spets på den spetslösa konsolen. (A) Orientering av den spetslösa utskjutande i vinkelrätt läge i förhållande till labrum. (B) Sammanfoga den spetslösa utliggaren med labrum och härda epoxilimmet som används för att stelna fogen mellan de två komponenterna. (C) Den slutliga härdade biohybrida AFM-sonden utan att labrum stöds av pincetten. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figur 7: SEM-bilder av den biohybrida AFM-sonden. (A) En global bild av labrumets spets och den spetslösa utskjutande delen. Skalstapel: 200 μm. (B) En förstorad bild av labrumets spets. Skalstapel: 50 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Discussion

Steg 1 i protokollet är avsett att rengöra det biologiska provet från det oönskade labiumet. För att uppnå detta görs ett snitt på labium, men inte på fascikeln, som vilar direkt under labium (Figur 1). Eftersom fascikeln och labiumet inte är sammanfogade vid sitt gränssnitt (dvs. labium är fritt att glida längs fascikeln och hålls endast på plats genom att det fästs vid mygghuvudet), är det utförda snittet avsett att separera en del av labium från myggans huvud, vilket underlättar avlägsnandet av det yttre höljet. När labiumet dras ut från provet bör teknikern uppleva ett litet motstånd orsakat av den nedre halvan av labiumet som fortfarande sitter fast vid myggan. Det förväntas att denna resistiva kraft ska frigöras relativt lätt eftersom snittet kommer att främja sprickutbredning av det biologiska materialet, vilket inducerar det oskurna segmentet av labium att slita och få hela labiumet att glida av fascikeln under dragverkan. Om ett otillräckligt snitt görs kan teknikern uppleva överdrivet motstånd under dragningen och uppmuntras att försöka med ett nytt snitt innan han fortsätter med protokollet.

Det är viktigt att utöva en mjuk beröring och tålamod i steg 1 och steg 4 när du manipulerar labrum genom att nypa med pincett. Även om labrum är relativt motståndskraftigt, kan det fortfarande drabbas av skador om det komprimeras av pincetten för aggressivt. Teknikern vägleds att lätt nypa i labiumet/labrum, vilket innebär att de ska utföra den minsta mängd kraft som behövs på pincetten för att hålla labiumet/labrum. Utvärdering av förekomst av skador kan utföras i slutet av steg 1 och steg 4 när provet inspekteras under mikroskopet. Det rekommenderas att inspektera snabeln för eventuella avvikelser längs dess längd (dvs. bucklor, revor, separationer i segment). Om ett prov misstänks vara skadat vid labrumets spets, kassera det och starta om protokollet.

Viktiga processteg i protokollet, till exempel steg 3 och steg 6, kräver särskild omsorg. För att utföra steg 3 måste labrumets spets skäras av manuellt med en skalpell. Att klippa för kort kommer att göra resten av experimentet exponentiellt svårare eftersom det kan vara för litet för att manipulera. Tvärtom, om spetsen överstiger 300 μm i längd, blir den för lång för att monteras på AFM-utskjutaren på grund av den överdrivna vinkelräta förskjutningen som införs mellan labrumspetsen och AFM-utskjutaren. Denna förskjutning drivs av brister i monteringsprocessen och/eller en krökning som kan finnas i provet, som båda blir problematiska vid större labrumlängder. Dessutom kommer konsoler med mycket långa spetsar att vara mycket svåra att använda under AFM också. Under steg 3 är det viktigt att notera att alla fascikelstiletter (labrum, maxillae, underkäkar och hypofarynx) sannolikt kommer att skäras i denna procedur. Labrum kommer att vara lätt att lokalisera och isolera från de återstående stiletterna i steg 4 på grund av den manuella separationen som utfördes under steg 2. I steg 6, även om det är nästan omöjligt att säkerställa att spetsen är helt normal för utliggaren under ett optiskt mikroskop, är det fortfarande nödvändigt att minimera lutningsvinkeln för att undvika oönskade belastningsförhållanden vid framtida användning.

Det är också viktigt att välja rätt epoxi för fastsättning av gadden på AFM-konsolen. Olika långsamt härdande tvådelade epoxier testades, som senare visade sig inte vara idealiska eftersom varje liten vibration på laboratoriegolvet under härdningsprocessen kan få experimentet att misslyckas. Således antogs så småningom en UV-härdande epoxi. Limmet som används är en snabbhärdande epoxi med låg viskositet som kan härda inom 5 s efter UV-exponering. Vid stelning blir limmet mycket styvt och har utmärkt styrka, vilket gör att den tillverkade labrum-cantilever-sonden beter sig som en enda kropp och inte misslyckas eller deformeras vid vidhäftningsplatsen. Detta alternativ gav tillräckligt med tid före härdning för att konfigurera inställningen i rätt läge för att fästa stingern på AFM-utskjutaren (steg 6.3) samtidigt som eventuella problem relaterade till miljövibrationer på grund av dess härdningsbeteende på kommando eliminerades.

Den återstående viktiga utrustningen i detta protokoll är sondstationen, den vassa pincetten och utskjutaren. Sondstationen som används är utrustad med en 5x lins monterad på kameran; Det är dock inte nödvändigt att använda exakt denna sondstationsmodell för detta protokoll. När du väljer sondstation är den enda prioriteten att säkerställa tydlig och enkel sikt av AFM-konsolen och labrum. Den vassa pincetten som användes hade en spetsstorlek på 0,5 mm x 0,1 mm. Det är absolut nödvändigt att använda pincett med denna spetsdimension eller liknande eftersom användning av pincett med lägre finhet kan leda till svårigheter vid manipulation av labrum. Den fribärande som används i detta protokoll erhålls från en kommersiell källa (se Materialtabell). Denna fribärande modell valdes på grund av dess höga styvhet eftersom en stor kraft måste överföras till spetsen av myggsonden för att efterlikna verklig hudpenetration. Generellt, för alla stingerbaserade sonder, kan en AFM-konsol inte vara för mjuk eftersom brist på styvhet kommer att leda till böjning av utliggaren under AFM-testning, vilket i sin tur leder till bristande tryckutveckling vid stinger-sondspetsen. Detta kommer att få sonden att felaktigt efterlikna stickprocessen, vilket gör mycket styva spetslösa AFM-konsoler till ett krav för detta protokoll.

Sammanfattningsvis har det unika fördelar att använda en stinger-baserad bio-hybrid AFM-sond för kvantitativa mekaniska penetrations-/bitstudier jämfört med andra metoder som kräver levande myggor och mänskliga frivilliga ^4,11,12 för att utföra liknande studier. Den ultrahöga upplösningen hos AFM kan möjliggöra mätningar med oöverträffad noggrannhet, och biohybridsonden möjliggör en nästan realistisk emulering av faktiska bitningsscenarier, med ett statistiskt signifikant antal mätningar utan att kräva mänskliga frivilliga ^4,11,12. Dessutom är de material som används för att tillverka konstruerade mikronålar vanligtvis benägna att spricka eller knäcka ^3,4, vilket inte är representativt för myggans snabel. Att använda myggans delar själva liknar bättre det verkliga bitscenariot. Detta protokoll kan potentiellt vidareutvecklas och automatiseras för produktion med högt dataflöde. Slutligen kan det utvecklade protokollet potentiellt användas för att producera andra bio-hybrid AFM-sonder med hjälp av stingers från olika djur för kvantitativa studier av olika bit-/penetrationsbeteenden.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
5-SA-SE Straight Tapered Ultra Fine-Pointed Tweezers	Excelta	N/A	For manipulating/dissecting the proboscis.
C-4D Probe station	Everbeing Int’l Corp	N/A	Used for AFM assembly.
Tipless Tapping Mode Cantilever	NanoAndMore USA	TL-NCH	AFM cantilever used for mounting the labrum. Specs are shown here: Shape: Beam Force Constant: 42 N/m (10 - 130 N/m) Resonance Frequency: 330 kHz (204 - 497 kHz) Length: 125 µm (115 - 135 µm) Width: 30 µm (22.5 - 37.5 µm) Thickness: 4 µm ( 3 - 5 µm)
UV Expoxy	Let's resin	ALR00146	For stinger attachment.