I gliomi maligni costituiscono un gruppo eterogeneo di neoplasie gliali altamente infiltrative con caratteristiche cliniche e molecolari distinte. Gli xenoinnesti ortotopici primari ricapitolano le caratteristiche istopatologiche e molecolari dei sottotipi di glioma maligni nei modelli animali preclinici.
I gliomi maligni costituiscono un gruppo eterogeneo di neoplasie gliali altamente infiltrative con caratteristiche cliniche e molecolari distinte. Gli xenoinnesti ortotopici primari ricapitolano le caratteristiche istopatologiche e molecolari dei sottotipi di glioma maligni nei modelli animali preclinici. Per modellare i gliomi maligni di grado III e IV dell’OMS nei test di trapianto, le cellule tumorali umane vengono xenografate in un sito ortotopico, il cervello, di topi immunocompromessi. A differenza degli xenoinnesti secondari che utilizzano cellule tumorali coltivate, le cellule glioma umane vengono dissociate dagli esemplari resected e trapiantate senza passaggio preventivo nella coltura tissutale per generare xenografti primari. La procedura in questo rapporto descrive in dettaglio la preparazione del campione tumorale, il trapianto intracraniale in topi immunocomprosi compromessi, il monitoraggio per l’innesto tumorale e la raccolta del tumore per il successivo passaggio negli animali riceventi o l’analisi. La preparazione delle cellule tumorali richiede 2 ore e la procedura chirurgica richiede 20 min / animale.
I gliomi maligni sono tumori gliali primari del sistema nervoso centrale che si verificano nel cervello e occasionalmente nel midollo spinale. I gliomi sono classificati dall’Organizzazione Mondiale della Sanità (OMS) in base alla somiglianza istologica con astrociti, oligodendrociti o cellule ependimali e quindi classificati numericamente (da I a IV) per caratteristiche patologiche di malignità. I sottotipi istologici più comuni sono astrocitomi, oligodendrogliomi e oligoastrocitomi misti. I gliomi maligni che comprendono i gradi da II a IV dell’OMS sono caratterizzati da crescita invasiva e recalcitranza alle terapie attuali. Ogni anno negli Stati Uniti, a circa 15.750 individui viene diagnosticato un glioma maligno e si stima che 12.740 pazienti soccombano a questa malattia. Queste statistiche evidenziano la natura particolarmente letale dei gliomi maligni e l’importante necessità di una maggiore efficacia terapeutica.
I modelli di cancro sono essenziali per studiare la biologia e le terapie tumorali. Le linee cellulari tumorali umane rappresentano un primo passo importante per le manipolazioni in vitro e gli studi di xenoin vivo (xenografti secondari)1. Tuttavia, le colture standard di cellule tumorali subiscono una trasformazione fenotipico e genotipico2-4 che potrebbe non essere ripristinata negli xenoinnestisecondari 5. Inoltre, alterazioni genetiche come mutazioni dell’isocitrato deidrogenasi(IDH)6, popolazioni distinte di cellule staminali7 e dipendenza dalle principali vie di segnalazione8 possono essere perse nelle colture delle cellule tumorali. I profili genomici possono essere mantenuti in misura migliore nella cultura della sfera tumorale, anche se non riescono ancora a rispecchiare completamente il genotipo dei tumoriprimari 2,3. Il trapianto ortotopico diretto nega le influenze della coltura in vitro, fornisce un microambiente adeguato e preserva l’integrità delle cellule che iniziano il tumore9,10. Pertanto, gli xenoinnesti primari rappresentano un modello preclinico potente e pertinente per testare rigorosamente agenti mirati per aiutare nella progettazione razionale dei futuri studiclinici 5,11,12.
Linee cellulari coltivate, xenografti e topi geneticamente modificati sono i metodi più comuni per modellare i gliomi e ci sono benefici e limitazioni distinti per ogni sistemamodello 3,13,14. I benefici rilevanti degli xenografti di glioma ortotopico primario includono la crescita infiltrativa che caratterizza i gliomi diffusi e la ritenzione di alterazioni genetiche e importanti meccanismi di segnalazione che possono essere estremamente difficili da mantenere nelle cellule di glioma coltivate. Ad esempio, <…
The authors have nothing to disclose.
Siamo particolarmente in debito con i pazienti del Vanderbilt University Medical Center che hanno fornito materiale di ricerca inestimabile per la Molecular Neurosurgical Tissue Bank. Ringraziamo coloro che hanno fondato e mantengono la Tissue Bank, Reid C. Thompson MD (principal investigator), Cherryl Kinnard RN (infermiere di ricerca) e Larry A. Pierce MS (manager). I servizi istologici sono stati eseguiti, in parte, dal Vanderbilt University Medical Center (VUMC) Translational Pathology Shared Resource (supportato dal premio 5P30 CA068485 al Vanderbilt-Ingram Cancer Center). Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni a MKC da parte dei fondi di sviluppo NINDS (1R21NS070139), Burroughs Wellcome Fund e VMC. MKC è supportato dal Dipartimento degli Affari dei Veterani, Dalla Veterans Health Administration, dall’Office of Research and Development, dalla Biomedical Laboratory Research and Development attraverso la sovvenzione 1 I01 BX000744-01. I contenuti non rappresentano le opinioni del Dipartimento degli Affari dei Veterani o del Governo degli Stati Uniti.
Phosphate buffered saline |
Life Technologies |
14040-133 |
|
Papain dissociation system |
Worthington Biochemical Corp. |
LK003150 |
|
Trypan blue solution 0.4% |
Life Technologies |
15250061 |
|
Ketamine HCl |
Obtained from institutional pharmacy or local veterinary supply company |
||
Xylazine HCl |
|||
Ketoprofen |
|||
Ophthalmic ointment |
|||
Povidone-iodine |
Fisher Scientific |
190061617 |
|
Cryopreservation medium and proliferation supplement |
StemCell Technologies |
05751 |
|
0.2% Heparin sodium salt in PBS |
StemCell Technologies |
07980 |
|
Penicillin-streptomycin |
Life Technologies |
15140-122 |
|
Dimethyl sulfoxide |
Sigma-Aldrich |
D6250-5X10ML |
|
NOD.Cg-Prkdcscid I/2rgtm1Wjl/SzJ mice |
The Jackson Laboratory |
005557 |
NSG mice |
Anti-human vimentin antibody |
Dako |
M7020 |
Use 1:200 to 1:800 |
Anti-human IDH1 R132H antibody |
Dianova |
DIA-H09 |
Use 1:100 to 1:400 |
Material |
Company |
Catalogue Number |
Comments |
Centrifuge with swinging bucket rotor |
|||
Pipetter with dispensing speed control |
|||
Disposable hemocytometer |
Fisher Scientific |
22-600-100 |
|
Sterile surgical gloves |
Fisher Scientific |
11-388128 |
|
Disposable gown |
Fisher Scientific |
18-567 |
|
Surgical mask |
Fisher Scientific |
19-120-1256 |
|
Tuberculin syringe |
BD |
305620 |
|
Alcohol pads |
Fisher Scientific |
22-246-073 |
|
Portable electronic scale |
Fisher Scientific |
01-919-33 |
|
Zoom stereomicroscope |
|||
Surgical clipper |
Stoelting |
51465 |
|
Scalpel handle |
Fine Science Tools |
10003-12 |
|
Scalpel blades, #10 |
|||
Stereotaxic instrument |
Stoelting |
51730 |
|
High-speed drill |
Stoelting |
51449 |
|
Drill bit, 0.6 mm | Stoelting | 514552 | |
Hamilton syringe |
Hamilton |
80336 |
|
Autoclip, 9 mm |
BD |
427630 |
|
Circulating water warming pad |
Kent Scientific |
TP-700 TP-1215EA |
|
Hot bead dry sterilizer |
Kent Scientific |
INS300850 |
|
Surgical scissors |
Fine Science Tools |
14101-14 |
|
Fine scissors |
Fine Science Tools |
14094-11 |
|
Spring scissors |
Fine Science Tools |
15018-10 |
|
Dumont forceps |
Fine Science Tools |
11251-30 |
|
Semimicro spatulas |
Fisher Scientific |
14374 |
|
Mouse brain slicer matrix |
Zivic Instruments |
BSMAS002-1 |
|
Cryogenic storage vials |
Fisher Scientific |
12-567-501 |