Visualización del retículo endoplasmático subdominios en células cultivadas
Summary
Se describen los métodos de formación de imágenes que utilizamos para investigar la distribución y la movilidad de las proteínas fluorescentes transfectadas residentes en el retículo endoplásmico (RE) por medio de la imagen confocal de células vivas. También analizamos ultraestructuralmente el efecto de su expresión en la arquitectura de este compartimento subcelular.
Abstract
Los lípidos y proteínas en células eucariotas se intercambian continuamente entre los compartimentos celulares, a pesar de que estos conservan su composición y funciones distintivo a pesar de la intensa tráfico interorganelle molecular. Las técnicas descritas en este documento son poderosos medios de estudiar las proteínas y la movilidad de los lípidos y el tráfico in vivo y en su entorno fisiológico. La recuperación de la fluorescencia después de photobleaching (FRAP) y la pérdida de fluorescencia en photobleaching (FLIP) se utilizan ampliamente técnicas de formación de imágenes en vivo de células para el estudio de tráfico intracelular a través de la vía endocítica-exo, la continuidad entre orgánulos o subcompartimentos, la formación de complejos de proteínas, y la proteína de localización en microdominios lipídicos, todos los cuales se pueden observar en condiciones fisiológicas y patológicas. Las limitaciones de estos enfoques se deben principalmente a la utilización de las proteínas de fusión fluorescentes, y sus posibles desventajas incluyen artefactos sobreexpresande iones en las células y la posibilidad de diferencias en el plegamiento y la localización de las proteínas etiquetadas y nativas. Por último, como el límite de resolución de la microscopía óptica (aproximadamente 200 nm) no permitir la investigación de la estructura fina de la sala de emergencias o los subcompartimentos específicos que puede originarse en las células bajo estrés (es decir, la hipoxia, la administración del fármaco, la expresión sobre-de transmembrana proteínas residentes ER) o bajo condiciones patológicas, combinamos imágenes de células vivas de las células transfectadas cultivadas con ultraestructural análisis basado en la microscopía electrónica de transmisión.
Introduction
El descubrimiento de la proteína verde fluorescente (GFP) y sus variantes espectrales, y el desarrollo paralelo de la microscopía de fluorescencia, se han abierto por completo nuevas avenidas para la investigación del comportamiento de proteínas en las células. Técnicas tales como la recuperación de la fluorescencia después de photobleaching (FRAP) y la pérdida de fluorescencia en photobleaching (FLIP), que son posibles debido a la capacidad intrínseca de fluoróforos para extinguir su fluorescencia bajo iluminación intensa, se basan en imágenes de células vivas confocal y el uso de transfectaron proteínas de fusión fluorescente 1-3. Son ampliamente utilizados para evaluar no sólo la localización de las proteínas, sino también su movilidad y el transporte vesicular, que puede revelar pistas importantes en cuanto a su función 4.
La característica única de las células eucariotas es la presencia de compartimentos intracelulares que tienen composiciones de lípidos y de proteínas específicas. Aunque orgánulos son físicamente isolated, que necesitan comunicarse unos con otros y compartir componentes moleculares con el fin de mantener la homeostasis celular. La vía secretora garantiza que las proteínas y lípidos sintetizados en el ER llegar al destino final correcto en el que ejercen su función. Orgánulos intracelulares también se pueden conectar por los sitios de contacto dinámicos que permiten a las moléculas (lípidos) para ser intercambiados directamente entre compartimentos. Además, muchas proteínas tienen que reunidos en grandes complejos heteroméricos o asociada a determinadas especies de lípidos (balsas lipídicas / microdominios) para llegar a ser funcionalmente activo o ser transportado a su destino final. Todos estos aspectos biológicos influyen en gran medida las propiedades cinéticas de las proteínas, y por lo tanto puede ser investigado apropiadamente por medio de las técnicas descritas a continuación.
Nuestro grupo ha utilizado ampliamente FRAP y FLIP combinado con microscopia electrónica para estudiar la arquitectura de la sala de emergencia y de sus subsistemasdominios. El ER es la primera estación de la vía secretora y juega un papel clave en proteínas y lípidos de clasificación 5. Es un orgánulo muy dinámico cuya subdominios distintos reflejar sus muchas funciones diferentes (es decir, las proteínas y la biosíntesis de lípidos y la trata de personas, plegamiento de proteínas, Ca 2 + de almacenamiento y liberación, y el metabolismo de xenobióticos). Sin embargo, a pesar de que son morfológicamente, espacialmente, y funcionalmente distintos, estos dominios son continuas entre sí, y su abundancia relativa se pueden modificar en las células bajo condiciones fisiológicas y patológicas. Los más conocidos y dominios generalmente espacialmente segregados de la sala de emergencias son la envoltura nuclear, y el RE liso y áspera, sin embargo, nosotros y otros han demostrado que hay estructuras ER con una arquitectura más elaborada y la organización tridimensional en varios tipos de células y tejidos en condiciones fisiológicas que también pueden ser inducidos por medio de estímulos estresantes tales como la hipoxia, la drogala administración, o la sobre-expresión de proteínas transmembrana-ER residente 2,6 (y las referencias en él).
Recientemente, también hemos demostrado la presencia de tales estructuras en los modelos celulares de enfermedades humanas 1,7. Procedentes de las cisternas apiladas de RE liso, se les dio el nombre colectivo de retículo endoplásmico liso organizada (RPEO) en 2003 6, a pesar de que también se conocen como karmellae, laminillas y ER cristaloide sobre la base de su arquitectura, que, al igual que su tamaño, puede variar. Después de que las células son transfectadas con GFP fusionado a la región citosólica de cola-anclado (TA) proteínas ER-residente (d EGFP-ER), la tendencia débilmente dimerizing de GFP en trans altera dramáticamente la organización y estructura de la sala de emergencias. FRAP y FLIP experimentos mostraron que d EGFP-ER es libre de difundirse dentro de RPEO, y el hecho de que se mueve desde el ER reticular a la RPEO y viceversa </ Em>, indica que los agregados son continuas con la ER reticular circundante. El análisis ultraestructural nos ha permitido correlacionar los datos de fluorescencia con una descripción detallada de la arquitectura RPEO y organización a nivel de nanoescala: RPEO siempre están compuestos de pilas de cisternas emparejado del RE liso pero pueden tener diferentes formas de organización espacial, como dispuestos regularmente sinusoidal matrices o espirales o matrices tubulares "cristaloides" hexagonales. Estos reordenamientos conducen a morfologías cúbicos 8 que, ya que se han encontrado en las células bajo condiciones fisiológicas 9 y siguientes tensiones tales como la hipoxia 10, el tratamiento de drogas 11, y el cáncer 9, pueden tener un potencial significativo como marcadores ultraestructurales.
Después de esta primera demostración del uso de proteínas de fusión GFP, utilizamos los experimentos de imagen para analizar la proliferación de dominios ER en respuesta a los tratamientos farmacológicos 12, assess la tendencia de las proteínas fluorescentes para oligomerise en las células 13, y para investigar el papel de un mutante, ALS ligado a proteína TA en la formación de agregados intracelulares de origen ER que pueden ser relevantes para su 1,8 patogenicidad. Se ha sugerido que la formación de agregados intracelulares (que se produce en muchas enfermedades neurodegenerativas 14) puede ser un mecanismo protector diseñado para evitar las interacciones entre las proteínas mutantes tóxicos y los componentes de las células circundantes 15.
Lo que sigue es una descripción de una combinación de métodos de microscopía óptica y electrónica para la investigación de las construcciones cuyo C-terminal de dominios hidrofóbicos se insertan en la membrana del ER, y un análisis de su comportamiento dinámico y los efectos de su sobre-expresión de dominio ER arquitectura en células cultivadas (véase la Figura 1 para un diagrama de flujo del protocolo experimental).
Protocol
Representative Results
Discussion
Los protocolos y métodos de formación de imágenes descritos en el presente documento se han utilizado para investigar la distribución y la movilidad de las proteínas fluorescentes TA transfectadas residentes en el ER de las células vivas. También hemos analizado el efecto de la expresión sobre-de estas proteínas en la arquitectura de este compartimiento subcelular por medio de análisis ultraestructurales.
La combinación de imagen confocal de células vivas y microscopía electrón…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Los autores agradecen a la Fundación Filarete por su ayuda y apoyo en la publicación de este artículo. También nos gustaría agradecer Centro Europeo di nanomedicina para el uso del microscopio electrónico de transmisión Tecnai G2.
Materials
| Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Dulbecco’s Modified Eagle medium (DMEM) | Invitrogen | 41966029 | |
| Dulbecco’s Modified Eagle medium (DMEM) w/o phenol red | Invitrogen | 31053028 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Invitrogen | 10270106 | |
| Pen/Strep | Invitrogen | 15140-122 | |
| L-Glutamine 200 mM solution | Invitrogen | 25030-024 | |
| jetPEI | Polyplus Transfection | PP10110 | |
| OxyFluor | Oxyrase Inc. | OF-0005 | |
| Glutaraldehyde Grade I | Sigma Aldrich | G5882 | |
| Sodium Cacodylate Trihydrate | Sigma Aldrich | C0250 | |
| Osmium Tetroxide 4% solution | Electron Microscopy Science | 19150 | |
| Uranyl Acetate dihydrate | Sigma Aldrich | 73943 | slightly radioactive |
| Propylene Oxide | Sigma-Aldrich | 82320 | |
| EPON embedding medium kit | Sigma-Aldrich | 45359-1EA-F | |
| Lead Citrate | Electron Microscopy Science | 17800 | |
| Bench top centrifuge | Eppendorf | 5415 D | |
| Spectral Confocal Microscope | Leica Microsystems | TCS SP5 | |
| CO2 Microscope Cage Incubation System | OkoLab | ||
| Ultramicrotome | Leica Microsystems | UC6 | |
| Diamond knife | Diatome | Ultra 45 ° | |
| Transmission Electron Microscope | FEI | Tecnai G2 | |
| GraphPad Prism Software | GraphPad Software, Inc | ||
| steel culture cell chamber for 24 mm coverslip | Bioscience Tools | CSC-25 | |
| Electron Microscopy grids | Electron Microscopy Science | G300Cu |
Referências
- Fasana, E., et al. A VAPB mutant linked to amyotrophic lateral sclerosis generates a novel form of organized smooth endoplasmic reticulum. FASEB J. 24, 1419-1430 (2010).
- Borgese, N., Francolini, M., Snapp, E. Endoplasmic reticulum architecture: structures in flux. Curr. Opin. Cell Biol. 18, 358-364 (2006).
- Ronchi, P., Colombo, S., Francolini, M., Borgese, N. Transmembrane domain-dependent partitioning of membrane proteins within the endoplasmic reticulum. J. Cell Biol. 181, 105-118 (2008).
- Lippincott-Schwartz, J., Snapp, E., Kenworthy, A. Studying protein dynamics in living cells. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2, 444-456 (2001).
- Lee, M. C., Miller, E. A., Goldberg, J., Orci, L., Schekman, R. Bi-directional protein transport between the ER and. 20, 87-123 (2004).
- Snapp, E. L., et al. Formation of stacked ER cisternae by low affinity protein interactions. J. Cell Biol. 163, 257-269 (2003).
- Papiani, G., et al. Restructured endoplasmic reticulum generated by mutant amyotrophic lateral sclerosis-linked VAPB is cleared by the proteasome. J. Cell Sci. 125, 3601-3611 (2012).
- Almsherqi, Z. A., Kohlwein, S. D., Deng, Y. Cubic membranes: a legend beyond the Flatland* of cell membrane organization. J. Cell Biol. 173, 839-844 (2006).
- Federovitch, C. M., Ron, D., Hampton, R. Y. The dynamic ER: experimental approaches and current questions. Curr. Opin. Cell Biol. 17, 409-414 (2005).
- Takei, K., Mignery, G. A., Mugnaini, E., Sudhof, T. C., De Camilli, P. Inositol 1,4,5-trisphosphate receptor causes formation of ER cisternal stacks in transfected fibroblasts and in cerebellar Purkinje cells. Neuron. 12, 327-342 (1994).
- Feldman, D., Swarm, R. L., Becker, J. Ultrastructural study of rat liver and liver neoplasms after long-term treatment with phenobarbital. Cancer Res. 41, 2151-2162 (1981).
- Sprocati, T., Ronchi, P., Raimondi, A., Francolini, M., Borgese, N. Dynamic and reversible restructuring of the endoplasmic reticulum induced by PDMP in cultured cells. J. Cell Sci. 119, 3249-3260 (2006).
- Costantini, L. M., Fossati, M., Francolini, M., Snapp, E. L. Assessing the tendency of fluorescent proteins to oligomerize under physiologic conditions. Traffic. 13, 643-649 (2012).
- Pyszniak, A. M., Welder, C. A., Takei, F. Cell surface distribution of high-avidity LFA-1 detected by soluble ICAM-1-coated microspheres. J. Immunol. 152, 5241-5249 (1994).
- Taylor, J. P., Hardy, J., Fischbeck, K. H. Toxic proteins in neurodegenerative disease. Science. 296, 1991-1995 (2002).
- Winklhofer, K. F., Tatzelt, J., Haass, C. The two faces of protein misfolding: gain- and loss-of-function in neurodegenerative diseases. EMBO J. 27, 336-349 (2008).
- Borgese, N., Gazzoni, I., Barberi, M., Colombo, S., Pedrazzini, E. Targeting of a tail-anchored protein to endoplasmic reticulum and mitochondrial outer membrane by independent but competing pathways. Mol. Biol. Cell. 12, 2482-2496 (2001).
- Chudakov, D. M., Matz, M. V., Lukyanov, S., Lukyanov, K. A. Fluorescent proteins and their applications in imaging living cells and tissues. Physiol Rev. 90, 1103-1163 (2010).
- Bancaud, A., Huet, S., Rabut, G., Ellenberg, J. Fluorescence perturbation techniques to study mobility and molecular dynamics of proteins in live cells FRAP, photoactivation, photoconversion, and FLIP. Cold Spring Harb. Protoc. 2010, (2010).
- Michida, T., et al. Role of endothelin 1 in hemorrhagic shock-induced gastric mucosal injury in rats. Gastroenterology. 106, 988-993 (1994).
