האף מגבונים לשפעת זיהוי וירוסים ובידוד מחזירים
Summary
The authors present a protocol to collect swine nasal wipes to detect and isolate influenza A viruses.
Abstract
מעקב לנגיפי שפעת בחזירים הוא קריטי לבריאות אדם ובעלי החיים, כי שפעת וירוס במהירות מתפתח באוכלוסיות חזירים וזנים חדשים צצים ללא הרף. חזירים יכולים להיות נגוע על ידי שושלות שונות של נגיף שפעת שהופכים אותם מארחים חשובים להופעה והתחזוקה של שפעת רומן זני וירוס. דגימת חזירים בהגדרות מגוונות כגון חוות מסחריות חזירים, ירידים חקלאיים, ושווקי החי חשוב לספק תמונה מקיפה של מחזור כיום זני IAV. הטכניקה הנוכחית הזהב סטנדרטי אנטה-מורטם הדגימה (כלומר אוסף של מטליות האף) היא עבודה אינטנסיבית מכיוון שהיא דורשת איפוק פיזי של החזירים. מגבוני האף כרוכים משפשפים את פיסת הבד על פני החוטם של החזיר עם מינימאלי ללא ריסון של בעלי החיים. האף לנגב הליך הוא פשוט לביצוע ואינו דורש כוח אדם עם וטרינרים מקצועיים או הכשרת טיפול בבעלי חיים. While מעט פחות רגיש ממטליות האף, שיעורי זיהוי וירוסים ובידוד מספיקים כדי להפוך את האף מגבוני חלופה לדגימת חזירים בודדים כאשר שיטות דגימה נמוך מתח נדרשות. פרוטוקול ההליך מתאר את הצעדים הדרושים כדי לאסוף האף קיימא למחוק מחזיר בודד.
Introduction
נגיפי שפעת (IAV) גורמים למחלות בדרכי הנשימה במינים רבים, כוללים ציפורים מקומיות, חזירים, ובני אדם. בשל reassortment של האבולוציה הנגיפית המהירה הגנום IAV המפולח יכול להתרחש וזני IAV חדשים לעתים קרובות להופיע. חזירים הם מינים שיכולים לשמש ככלי לערבוב reassortment של IAVS ממיני מארח מרובים. 1 כרגע יש שלושה תת-סוגים עיקריים של IAV מחזור נפוץ בקרב חזירים בצפון אמריקה (H1N1, H1N2, H3N2), אבל יש לי היכרויות IAV מרובות מבני האדם הוביל לגיוון IAV הנרחב בתוך תת אלה. 2 אבולוציה מהירה של IAVS הדבקת חזירים הייתה ברורה מאז 1998 כאשר reassortant משולש IAV המכיל קטעי גן מוירוסים אנושיים, עופות וחזירים 3 הפכו נפוצים בקרב חזירים בארצות הברית. 4 הגן הפנימי קטעים שמIAV reassortant המשולש יישארו נפוצים מאוד בקרב IAVS הדבקת חזירים כיום. 5
"> ברחבי העולם, IAV הוא גורם משמעותי למחלות בדרכי הנשימה בחזירים שבסימנים קליניים אופייניים כוללים חום, אנורקסיה, עייפות, שיעול, נשימה מאומצת, התעטשות, נזלת ועלייה במשקל ירוד. IAV יכול להיות יקר במיוחד לזרוע חוות שבי רבייה כישלון בשל חום וחזירונים נולדו חלשים-induced IAV תועד. 6,7 בתוך ארצות הברית, IAV מזוהה בדרך כלל בעדרי חזירים מסחריים ומגוון הנרחב אנטיגני וגנומי ופיתוח המתמשך בין החזירים הדבקת IAV עכב שליטה של זה וירוס. 8-11חששות לבריאות ציבור על הופעתה של מתח IAV מגיפה כתוצאה מreassortment בחזירים מומשו בשנת 2009 כאשר IAV חזירים שושלת מכיל קטעים מגן השושלת המשולשת reassortant צפון אמריקה חזירים ושושלת חזירים כמו עופות האירו גרם למגפה בעולם בבני אדם. 12 (pdm09 A (H1N1)) הנגיף מאזreassorted עם חזירים אנדמיים IAV זני 13,14 וחלק מהזנים חדש reassorted אלה הועבר בחזרה לבני אדם. 15 התדירות של אירועים והופעתה של זנים חדשים IAV עם פוטנציאל מגיפה עושה מעקב פעיל של מחזורי וירוסי IAV בחזירים הכרחיים reassortment, במיוחד בממשק החזירים-אדם.
ממשק החזירים-אדם הוא חשוב להעברת interspecies דו-כיוונית של IAV. אדם לחזירי שידור מתרחש בייצור חזירים מסחרי אחראי לכמות גדולה של גיוון IAV כיום קיים באוכלוסיית החזירים. ירידים חקלאיים הם ההגדרות הגדולות ביותר לcomingling של אנשים וחזירים בארצות הברית וידועים באתרים להעברת zoonotic של IAV. 15-21 בשנת 2012, במהלך פרוץ גרסת H3N2 IAV, 93% מהמקרים מדווחים נוכחות ב הוגן חקלאית בימים שקדם לתחילתה של מחלה. 15 ניתוח הגנוםשל בידודים נגיפיים מחזירי תערוכה לעומת מבודדים אנושי אישר העברת zoonotic. חזירים 21 תערוכה נגוע בIAV לעתים קרובות לא מראה סימנים קליניים של מחלה, 21-23 המציינים את הצורך בבדיקות אבחון ישירים.
דגימה של חזירים חולים בעליל לבד לא לזהות בהצלחה שכיחות IAV בחזירים ולא ניתן לסמוך על לזהות זנים חדשים של IAV מתעוררים בקרב חזירים. מעקב פעיל הוא הכרחי לצורך זיהוי של זנים המתעוררים מIAV בחזירים ולהעריך האיום שלהם עבור שני חזירים ובריאות הציבור. רוב פעילויות מעקב IAV הן מרצון ולכן יש צורך בשיטות זעיר-מפריעות. שלושה הליכי גביית מדגם גדולים אנטה-מורטם לIAV הדבקת חזירים הם: מטליות האף, נוזלים דרך הפה, ומגבוני האף. המלצות נוכחיים לדגימת חזירים בודדים כדי לזהות רשימת IAV החדרת סינטטי הסיבים הטו מטליות לנחיריים כשיטת המועדפתלאסוף הפרשות מהאף ותאי האפיתל. 24,25 בגלל חזירים עלולים לנסות להימנע מהליך זה, צוות של אנשים מיומנים חייבים לרסן את החזירים באופן ידני או עם מלכודת תלוי בגודל של החיה. 26 תהליך האיפוק הוא מייגע ל כוח אדם, ומלחיץ עבור החזירים. בנוסף, חזירים תערוכה לעתים קרובות מעורבים בתחרויות מרובות ביריד כך התפיסה של מתח הוסיף על בעלי חיים תחרות יכולה לעשות בעלים עמידים למאמצי המעקב.
בהסתברויות של זיהוי IAV החל 80-100% בIAV עדרים נגועים, נוזלים אוראליים הפכו חלופה פופולרית לאף מטליות לזיהוי המולקולרי של IAV באוכלוסיות של חזירים. 27,28 בנוסף, נוזלים דרך הפה עשוי לספק חלון רחב יותר של זיהוי IAV מ מטליות האף בעקבות זיהום ראשוני. עם זאת, בידוד IAV מנוזלים דרך הפה היה בעייתי עם רק 50% מניסיונות בידוד נגיף וכתוצאה מכך IAV התאוששות. 29
שימוש במגבוני האף במקום מטליות האף במהלך מעקב IAV בחזירים מתגבר על המגבלות שתוארו לעיל. מגבוני האף אינו דורשים שימוש במלכודת הרחקה וניתן לבצעו ללא הדגיש בעלי החיים או עדים של ההליך. יש צורך בהכשרה טכנית מינימאלית כדי לאסוף מגבוני האף, המאפשר אנשי מקצוע שאינה וטרינרית, לרבות בעלי חזירים, כדי לאסוף את דגימות המעקב. מגבוני האף הושוו בעבר למטליות האף לזיהוי והבידוד של וירוס שפעת 30 והפרוטוקול מפורט לשיטה לא פולשנית של דגימה מתואר להלן.
Protocol
Representative Results
Discussion
איסוף דגימות מחזירים באמצעות מטליות האף-הטה פוליאסטר הוכיח שימושי בניהול מעקב IAV; עם זאת, השימוש בנוהל ספוגית האף מעכב את מאמצי מעקב עקב השימוש הנדרש של מלכודת לאיפוק. מגבוני האף מייצגים עידון של טכניקות דגימת חזירים הנוכחיות כדי למזער את הלחץ על אנשים וחזירים במהלך ?…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
This work has been funded in part with federal funds from the Centers of Excellence for Influenza Research and Surveillance (CEIRS), National Institute of Allergy and Infectious Diseases, National Institutes of Health, Department of Health and Human Services, under Contract No. HHSN272201400006C.
Materials
| BBL Brain Heart Infusion | Becton, Dickinson and Company | 211059 | |
| Penicillin G Sodium Salt | MP Biomedicals, LLC | 021194537 | 1500 u/mg |
| Streptomycin Sulfate | AMRESCO LLC | 0382 | |
| Gentamicin Solution | Mediatech, Inc. | 30-005-CR | 50 mg/ml |
| Amphotericin B Solution | Fisher | S 24 25 | 250 ug/ml |
| Kanamycin Sulfate | Teknova | K2105 | 5000 ug/ml |
| TPP Rapid Filtermax System | TPP Techno Plastic Products AG | 99150 | |
| Nalgen Diagnostic Bottles | Thermo Scientific | 342002-9025 | HDPE with white PP closure |
| Dermacea Gauze Sponge, 8 ply | Covidien | 441211 | 5.08 cm × 5.08 cm (2 in. × 2 in) |
| Nitrile Exam Gloves | Saftey Choice | 19-170-010 (A-D) |
Referências
- Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications. J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).
- Nelson, M. I., Vincent, A. L. Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface. Trends Microbiol. 23, (2015).
- Zhou, N. N., et al. Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs. J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).
- Webby, R. J., et al. Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States. J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).
- Vincent, A., et al. Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research. Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).
- Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana. J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).
- Zhou, N. N., et al. Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs. Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).
- Corzo, C. A., et al. Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).
- Lorusso, A., et al. Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008. J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).
- Loving, C. L., et al. Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v. J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs. Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).
- Smith, G. J., et al. Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic. Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).
- Vijaykrishna, D., et al. Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine. Science. 328 (5985), 1529 (2010).
- Ducatez, M. F., et al. Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).
- Jhung, M. A., et al. Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States. Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).
- Vincent, A. L., et al. Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States. Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).
- Killian, M. L., et al. Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair. Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).
- Wong, K. K., et al. Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).
- Bowman, A. S., et al. Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012. Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33 (2012).
- Wells, D. L., et al. Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission. JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).
- Bowman, A. S., et al. Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012. Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).
- Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011. Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).
- Gray, G. C., et al. Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States. Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).
- Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W., Zimmerman, J. J. Ch. 40, Influenza virus. Diseases of Swine. , 557-571 (2012).
- Culhane, M. R., Detmer, S. E., Spackman, E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. Methods in Molecular Biology. Animal Influenza Virus, 259-263 (2014).
- Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. . Animal Restraint for Veterinary Professionals. , (2006).
- Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples. J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).
- Goodell, C. K., et al. Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time. Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).
- Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs. Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).
- Edwards, J. L., et al. Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations. Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).
- Zhang, J., Harmon, K. M., Spackman, E. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. Animal Influenza Virus. , 277-293 (2014).
- Zhang, J., Gauger, P. C., Spackman, E. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. Animal Influenza Virus. , 265-276 (2014).
- Bowman, A. S., et al. The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature. Zoonoses Public Health. , (2015).
- Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections. J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).
- Prickett, J., et al. Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions. J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).
- Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. Collection of oral fluid from individually housed sows. J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).
