Визуализация субклеточных структур в эмбрионе данио Living
Summary
Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.
Abstract
In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.
Introduction
В естественных изображений обеспечивает прямую визуализацию клеточных поведения в наиболее физиологическом контексте. Прозрачность эмбрионов данио, их быстрого и внешнего развития и богатым набором генетических инструментов , которые позволяют обозначать флуоресцентный все это способствовало более широкое использование микроскопии в естественных условиях для выяснения динамики ключевых событий в области развития. Визуализационные исследования развития нервной системы у данио есть, например , значительно расширили наши знания о поведении нервных клеток – предшественников и судьбы их потомков , включая их последующей миграции, дифференциации и интеграции схем 1-8.
Этап теперь установлен для исследования субклеточных динамики, лежащие в основе этих клеточных поведения. Действительно, данио уже эксплуатируются в качестве инструментов в естественных условиях клеточной биологии. Теперь можно визуализировать митохондрии 9-11, центросомы 2,8,12-14, Гольджи 15, Микротрубочки 4 и актина 16 цитоскелета, Эндосомы 17 и компоненты апикальной мембраны комплекс 1,18, среди других субклеточных структур в данио эмбрионов в естественных условиях. До сих пор большая часть того, что известно о функции этих органелл происходит от изучения их поведения в культуре клеток. В то время как в пробирке исследования дали огромное понимание биологии клетки, клетки в культуре не в полной мере отражают сложность ситуации в естественных условиях и , следовательно , не обязательно отражают функцию и динамику внутриклеточных органелл в естественных условиях. Эмбрионы рыбок данио предлагают жизнеспособной альтернативы в естественных условиях для изучения субклеточных динамики.
Как позвоночных, данио обладают многие системы органов (например, нейронные сетчатки), которые гомологичны тем , которые встречаются у видов млекопитающих. Кроме того, данио эмбрионов все чаще используются для моделирования заболеваний человека 19,20 </sвверх>, в том числе связанные с центросомной функции (например, микроцефалия 21 и врожденного амавроз 22 Лебера) и к митохондриальной функции (например, болезнь Паркинсона 23, тауопатий 10,24 и синдром Барта 25). В естественных условиях формирования изображения на клеточном и субклеточном уровне в этих случаях позволит лучше понять клеточной биологии, лежащей в основе этих патологических состояний.
Общая цель методов , описанных здесь , чтобы обеспечить полное руководство по расследованию органелл и других субклеточных структур в данио эмбрионов с использованием в естественных условиях световой микроскопии. Весь рабочий процесс вовлечены в визуализации и отслеживания субклеточных структур в естественных условиях описывается – от генетических методов маркировки, с целью генерирования скоротечно выражения и стабильной трансгенные рыбы, и , наконец , к визуализации с использованием широкого поля и конфокальной микроскопии. Хотя каждый из этих прокedures используется многочисленными данио лабораторий, протоколы, описанные оптимизированы и упорядочены для исследования динамики субклеточных структур. Два конкретных аспектов работы, описанной здесь, заслуживают упоминания: Во-первых, использование системы экспрессии Gal4-UAS в различных конфигурациях для генетически меток органелл в конкретных типов клеток. Во- вторых, прямое сравнение широкого поля и конфокальной микроскопии для изображения субклеточных структур в естественных условиях.
Современные стратегии в отношении генетически ярлык органелл и других субклеточных структур в данио либо используют мРНК 1,4,8 ограничен или ДНК на основе конструкций , где промоторные элементы непосредственно привод экспрессию слитых белков 9,14,15. В пробирке транскрибируется результаты ограничен РНК в быстрое и широкое выражение, то есть не тканеспецифическая однако. Кроме того, уровни экспрессии уменьшается со временем, поскольку удаляемого РНК разбавляют или деградирует. Таким образом, использование РНК на основеконструирует для изучения динамики органелл на более поздних стадиях развития ограничено (обычно до 3-х дней после оплодотворения).
Эти ограничения могут быть преодолены с помощью ДНК-конструкции, где пространственные и временные контроль экспрессии определяется конкретными элементами промотора. Когда ДНК – конструкции на основе используются в контексте системы Gal4-UAS существенное улучшение уровня экспрессии трансгена наблюдаются 26,27. В этой двудольного системе экспрессии клеток типа конкретных элементов промотора управления экспрессией транскрипционный активатор Gal4, в то время как гены-репортеры, клонируют ниже по потоку от Gal4-связывающего вверх по течению последовательности активационного (БАС). Объединив UAS репортеров с соответствующими драйверами Gal4, выражение может быть ограничено конкретными типов клеток, обходя необходимость клонировать репортерных генов за различными промоторами каждый раз, когда конкретный паттерн экспрессии желателен. Кроме того, экспрессия множественных генов БАС репортер может бытьдвижимый одного Gal4 активатора. Таким образом, система Gal4-UAS обеспечивает универсальный и гибкий генетический подход к внутриклеточной маркировки.
Широкий поля и конфокальной микроскопы являются лошадки большинства лабораторий. Системы Широкопольные обычно используют дуговую лампу в качестве источника света и обнаружить испускаемый свет с чувствительной камеры, которая находится в конце пути света. Этот механизм визуализации, как правило, ограничивается тонких образцов, как вне фокуса света затемняет в фокусе информации в более толстых образцах. Конфокальные микроскопов отличаются от широко полевых систем в том , что они построены в пользу сигналы, исходящие от фокальной плоскости над теми , которые происходят вне фокуса (т.е., "оптический секционирования") 28. Для достижения оптического секционирования обскура помещается на пути излучения в сопряженном положении по отношению к точечного источника света. Лазеры используются в качестве источников света и сигналы детектируются с фотоэлектронных умножителей (ФЭУ). На практике лазерлуч прокатывается по образцу точка за точкой и флуоресцентной эмиссии на каждом месте (пиксель) обнаруживается ФЭУ.
Здесь мы изображение те же субклеточных структур в живых эмбрионов данио использованием как широкого поля и конфокальной микроскопии, чтобы обеспечить прямое сравнение обоих методов микроскопии. Основополагающая цель предоставления таких сравнений, чтобы предложить рекомендации по выбору наиболее подходящего метода микроскопии для конкретного вопроса под рукой.
Используя методы, описанные здесь, мы демонстрируем Gal4-UAS на основе генетической маркировки митохондрий и центросомах. Эти органеллы изображаются в различных клеточных типах нервной системы и в мышечных клетках с помощью широкоугольной и конфокальной микроскопии, чтобы продемонстрировать пригодность каждого метода визуализации. Методы, описанные здесь, могут быть легко адаптированы для исследования других органелл и субклеточных структур в живом данио эмбриона.
Protocol
Representative Results
Discussion
Здесь мы демонстрируем универсальность системы экспрессии Gal4-UAS к флуоресцентно митохондрий тегов, центросомах и клеточных мембран специфических типов клеток в естественных условиях в данио эмбрионов. Многие флуоресцентные белки слияния , которые этикетке другие органеллы или ?…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
P.E. is supported by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) Research Training Group 1373 and the Graduate School of the Technische Universität München (TUM-GS). G.P. was supported by TUM-GS. L.T. is supported by an EMBO fellowship (EMBO ALTF 108-2013). D.P.’s work on zebrafish was supported by the DFG through the Sonderforschungsbereich “Molecular Mechanisms of Neurodegeneration” (SFB 596); the Center for Integrated Protein Sciences (Munich) and the European Community’s Seventh Framework Programme (FP7/2007-2013) under Grant agreement no. 200611 (MEMOSAD). He is currently a New York Stem Cell Foundation-Druckenmiller Fellow and was supported by a fellowship from the German Academy of Sciences Leopoldina. L.G. is supported by funding from the DFG through SFB 870 “Assembly and Function of Neuronal Circuits”, Project A11.
We are grateful to Kristina Wullimann for maintaining our fish facility, Yvonne Hufnagel for technical support and Thomas Misgeld for comments on the manuscript. We are grateful to R. Köster (Technische Universität Braunschweig) for providing the M1 Medusa vector (pSKmemmRFP:5xUAS:H2B-CFP:5xUAS:Centrin2-YFP) from which we cloned out Centrin-YFP and S.C. Suzuki and T. Yoshimatsu (University of Washington) for providing the 14xUAS:MA-cerulean cassette which we used to generate the reporter construct to make CentrinFish. We further thank S.C. Suzuki and T. Yoshimatsu (University of Washington) for the Otx2:Gal4 transgenic line, A. Sagasti for the Sensory:Gal4-VP16 construct (UCLA) and M. Nonet (Washington University in St. Louis) for the pCold Heart Tol2 vector. We acknowledge Bettina Schmid, Alexander Hruscha and Christian Haass (German Center for Neurodegenerative Diseases Munich – DZNE) for contributing to the development of MitoFish.
Materials
| Agarose (2-hydroxyethylagarose) | Sigma-Aldrich | A4018-10G | Low-gelling temperature Type VII |
| Block heater | Eppendorf | Thermomixer compact | |
| Ca(NO3)2 Calcium nitrate hydrate, 99.996% | Aldrich | 202967-50g | To prepare 30x Danieau's |
| CCD camera | Qimaging | Retiga Exi Fast 1394 | |
| Ceramic Coated Dumont #5 Forceps | Dumont – Fine Science Tools | 11252-50 | #5 Forceps |
| Confocal laser-scanning microscope | Olympus | FV1000 Fluoview | |
| Culture dish heater | Warner Instrument Corporation | DH-35 | Heating ring |
| Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfate salt | Fluka Analytical | A5040-100G | Tricaine (anesthetic) |
| Fluorescence dissecting microscope | Leica | M205 FA | |
| GeneClean kit | MP Biomedicals | 111001200 | |
| Glass Bottom Culture Dishes | MatTek Corporation | P35G-0-14-C | 35mm petri dish, 14mm microwell, No. 0 coverglass |
| Glass needles | World Precision Instruments Inc. | TW100F-4 | For microinjections |
| HEPES | Sigma | H3375-250g | To prepare 30x Danieau's |
| High vacuum grease | Dow Corning | DCC000001242 150g | Silicon dioxide grease |
| Incubator | Thermo Scientific | Heraeus | To maintain zebrafish embryos at 28.5⁰ C |
| KCl 99% | Sigma-Aldrich | S7643-5kg | To prepare 30x Danieau's |
| MgSO4.7H2O Magnesium sulfate heptahydrate 98+% A.C.S reagent | Sigma-Aldrich | 230291-500g | To prepare 30x Danieau's |
| Microinjector | Eppendorf | FemtoJet | |
| Microloader tips | Eppendorf | 930001007 | 0.5-20uL |
| Micromanipulator | Maerzhaeuser Wetzlar | MM33 Rechts/00-42-101-0000/M3301R | |
| Micropipette holder | Intracel | P/N 50-00XX-130-1 | |
| mMESSAGE mMACHINE SP6 Transcription Kit | Ambion | AM1340 | To transcribe PCS-Transposase |
| NaCl BioXtra >99.5% | Sigma-Aldrich | P9541-1kg | To prepare 30x Danieau's |
| Nanophotometer | To measure DNA/RNA concentration | ||
| Needle puller | Sutter Instrument | P-1000 | Flaming/Brown |
| NIR Apo 40x/0.80W | Nikon | Water-dipping-cone objective | |
| N-Phenylthiourea Grade I, approx. 98% | Sigma | P7629-10G | PTU (prevents pigmentation) |
| Petri dishes | Sarstedt AG | 821472 | 92 x 16mm |
| Plastic molds | Adaptive Science Tools | TU-1 | For microinjections |
| Plexiglas cover-with a hole | Custom-made | The hole in the Plexiglas cover should be 3 mm larger than the diameter of the water-dipping-cone objective | |
| Tea-strainer (Plastic) | To collect zebrafish eggs | ||
| Temperature controller | Warner Instrument Corporation | TC-344B | Dual Automatic Temperature Controller |
| Transfer pipettes | Sarstedt AG | 86.1171 | 3.5mL plastic transfer pipettes |
| UMPlanFI 100x/1.00W | Olympus | Water-dipping-cone objective | |
| UMPlanFLN 20x/0.50W | Olympus | Water-dipping-cone objective | |
| Widefield microscope | Olympus | BX51WI | |
| PTU (50x Stock) | Dissolve 76 mg PTU in 50 ml distilled water Stir vigorously at room temperature Store at -20 oC in 1 ml aliquots Use at 1x working solution |
||
| Tricaine (20x Stock) | Dissolve 200 mg Tricaine in 48 ml distilled water Add 2 ml 1M Tris base (pH9) Adjust to pH 7 Store at -20 oC in 1 ml aliquots Use at 1x working solution |
||
| Danieau's Solution (30x Stock) | 1740 mM NaCl <21 mM KCl 12 mM MgSO4.7H2O 18 mM Ca (NO3)2 150 mM HEPES buffer Distilled water upto 1 L Store at 4 oC Use at 0.3x working solution |
Referências
- Alexandre, P., Reugels, A. M., Barker, D., Blanc, E., Clarke, J. D. Neurons derive from the more apical daughter in asymmetric divisions in the zebrafish neural tube. Nat Neurosci. 13 (6), 673-679 (2010).
- Distel, M., Hocking, J. C., Volkmann, K., Koster, R. W. The centrosome neither persistently leads migration nor determines the site of axonogenesis in migrating neurons in vivo. J Cell Biol. 191 (4), 875-890 (2010).
- Godinho, L., et al. Nonapical symmetric divisions underlie horizontal cell layer formation in the developing retina in vivo. Neuron. 56 (4), 597-603 (2007).
- Norden, C., Young, S., Link, B. A., Harris, W. A. Actomyosin is the main driver of interkinetic nuclear migration in the retina. Cell. 138 (6), 1195-1208 (2009).
- Godinho, L., et al. Targeting of amacrine cell neurites to appropriate synaptic laminae in the developing zebrafish retina. Development. 132 (22), 5069-5079 (2005).
- Mumm, J. S., et al. In vivo imaging reveals dendritic targeting of laminated afferents by zebrafish retinal ganglion cells. Neuron. 52 (4), 609-621 (2006).
- Sagasti, A., Guido, M. R., Raible, D. W., Schier, A. F. Repulsive interactions shape the morphologies and functional arrangement of zebrafish peripheral sensory arbors. Current biology : CB. 15 (9), 804-814 (2005).
- Zolessi, F. R., Poggi, L., Wilkinson, C. J., Chien, C. B., Harris, W. A. Polarization and orientation of retinal ganglion cells in vivo. Neural Dev. 1, 2 (2006).
- Kim, M. J., Kang, K. H., Kim, C. H., Choi, S. Y. Real-time imaging of mitochondria in transgenic zebrafish expressing mitochondrially targeted GFP. Biotechniques. 45 (3), 331-334 (2008).
- Plucinska, G., et al. In vivo imaging of disease-related mitochondrial dynamics in a vertebrate model system. J Neurosci. 32 (46), 16203-16212 (2012).
- O’Donnell, K. C., Vargas, M. E., Sagasti, A. WldS and PGC-1alpha regulate mitochondrial transport and oxidation state after axonal injury. J Neurosci. 33 (37), 14778-14790 (2013).
- Engerer, P., Yoshimatsu, T., Suzuki, S. C., Godinho, L. CentrinFish permit the visualization of centrosome dynamics in a cellular context in vivo. Zebrafish. 11 (6), 586-587 (2014).
- Wang, K., et al. Rapid adaptive optical recovery of optimal resolution over large volumes. Nat Methods. 11 (6), 625-628 (2014).
- Randlett, O., Poggi, L., Zolessi, F. R., Harris, W. A. The oriented emergence of axons from retinal ganglion cells is directed by laminin contact in vivo. Neuron. 70 (2), 266-280 (2011).
- Tanabe, K., et al. Atypical protein kinase C regulates primary dendrite specification of cerebellar Purkinje cells by localizing Golgi apparatus. J Neurosci. 30 (50), 16983-16992 (2010).
- Hocking, J. C., Distel, M., Koster, R. W. Studying cellular and subcellular dynamics in the developing zebrafish nervous system. Exp Neurol. 242, 1-10 (2013).
- Clark, B. S., Winter, M., Cohen, A. R., Link, B. A. Generation of Rab-based transgenic lines for in vivo studies of endosome biology in zebrafish. Dev Dyn. 240 (11), 2452-2465 (2011).
- Paolini, A., et al. Asymmetric inheritance of the apical domain and self-renewal of retinal ganglion cell progenitors depend on Anillin function. Development. 142 (5), 832-839 (2015).
- Santoriello, C., Zon, L. I. Hooked! Modeling human disease in zebrafish. The Journal of clinical investigation. 122 (7), 2337-2343 (2012).
- Steele, S. L., Prykhozhij, S. V., Berman, J. N. Zebrafish as a model system for mitochondrial biology and diseases. Translational research : the journal of laboratory and clinical medicine. 163 (2), 79-98 (2014).
- Novorol, C., et al. Microcephaly models in the developing zebrafish retinal neuroepithelium point to an underlying defect in metaphase progression. Open biology. 3 (10), 130065 (2013).
- Baye, L. M., et al. The N-terminal region of centrosomal protein 290 (CEP290) restores vision in a zebrafish model of human blindness. Human molecular genetics. 20 (8), 1467-1477 (2011).
- Flinn, L. J., et al. TigarB causes mitochondrial dysfunction and neuronal loss in PINK1 deficiency. Annals of neurology. 74 (6), 837-847 (2013).
- Paquet, D., et al. A zebrafish model of tauopathy allows in vivo imaging of neuronal cell death and drug evaluation. The Journal of clinical investigation. 119 (5), 1382-1395 (2009).
- Khuchua, Z., Yue, Z., Batts, L., Strauss, A. W. A zebrafish model of human Barth syndrome reveals the essential role of tafazzin in cardiac development and function. Circulation research. 99 (2), 201-208 (2006).
- Scheer, N., Campos-Ortega, J. A. Use of the Gal4-UAS technique for targeted gene expression in the zebrafish. Mechanisms of development. 80 (2), 153-158 (1999).
- Koster, R. W., Fraser, S. E. Tracing transgene expression in living zebrafish embryos. Dev Biol. 233 (2), 329-346 (2001).
- Conchello, J. A., Lichtman, J. W. Optical sectioning microscopy. Nat Methods. 2 (12), 920-931 (2005).
- Sambrook, J., Russell, D. . Molecular Cloning: A Laboratory Manual. , (2001).
- Distel, M., Wullimann, M. F., Koster, R. W. Optimized Gal4 genetics for permanent gene expression mapping in zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (32), 13365-13370 (2009).
- Skene, J. H., Virag, I. Posttranslational membrane attachment and dynamic fatty acylation of a neuronal growth cone protein, GAP-43. J Cell Biol. 108 (2), 613-624 (1989).
- Zuber, M. X., Strittmatter, S. M., Fishman, M. C. A membrane-targeting signal in the amino terminus of the neuronal protein GAP-43. Nature. 341 (6240), 345-348 (1989).
- Asakawa, K., et al. Genetic dissection of neural circuits by Tol2 transposon-mediated Gal4 gene and enhancer trapping in zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (4), 1255-1260 (2008).
- Godinho, L. Injecting zebrafish with DNA or RNA constructs encoding fluorescent protein reporters. Cold Spring Harb Protoc. 2011 (7), 871-874 (2011).
- Palanca, A. M., Sagasti, A. Optogenetic activation of zebrafish somatosensory neurons using ChEF-tdTomato. J Vis Exp. (71), e50184 (2013).
- Dean, D. A., Gasiorowski, J. Z. Preparing injection pipettes on a flaming/brown pipette puller. Cold Spring Harb Protoc. 2011 (3), prot5586 (2011).
- Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev Dyn. 203 (3), 253-310 (1995).
- Ren, J. Q., McCarthy, W. R., Zhang, H. W., Adolph, A. R., Li, L. Behavioral visual responses of wild-type and hypopigmented zebrafish. Vision Research. 42 (3), 293-299 (2002).
- Kawakami, K. Tol2: a versatile gene transfer vector in vertebrates. Genome Biol. 8, S7 (2007).
- Kwan, K. M., et al. The Tol2kit: a multisite gateway-based construction kit for Tol2 transposon transgenesis constructs. Dev Dyn. 236 (11), 3088-3099 (2007).
- Huang, C. J., Tu, C. T., Hsiao, C. D., Hsieh, F. J., Tsai, H. J. Germ-line transmission of a myocardium-specific GFP transgene reveals critical regulatory elements in the cardiac myosin light chain 2 promoter of zebrafish. Dev Dyn. 228 (1), 30-40 (2003).
- Davidson, A. E., et al. Efficient gene delivery and gene expression in zebrafish using the Sleeping Beauty transposon. Dev Biol. 263 (2), 191-202 (2003).
- Kawakami, K., et al. A transposon-mediated gene trap approach identifies developmentally regulated genes in zebrafish. Dev Cell. 7 (1), 133-144 (2004).
- Urasaki, A., Asakawa, K., Kawakami, K. Efficient transposition of the Tol2 transposable element from a single-copy donor in zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (50), 19827-19832 (2008).
- Westerfield, M. . The zebrafish book: a guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (2007).
- Wilkinson, R. N., Elworthy, S., Ingham, P. W., van Eeden, F. J. A method for high-throughput PCR-based genotyping of larval zebrafish tail biopsies. Biotechniques. 55 (6), 314-316 (2013).
- Carter, K. M., Woodley, C. M., Brown, R. S. A review of tricaine methanesulfonate for anesthesia of fish. Rev Fish Biol Fisher. 21 (1), 51-59 (2011).
- Edelstein, A., Amodaj, N., Hoover, K., Vale, R., Stuurman, N. Computer control of microscopes using microManager. Curr Protoc Mol Biol. , 14.20 (2010).
- Snapp, E. L. Design and Use of Fluorescent Fusion Proteins in Cell Biology. Curr Protoc Cell Biol. , 21.4 (2005).
- Snapp, E. L. Fluorescent proteins: a cell biologist’s user guide. Trends in cell biology. 19 (11), 649-655 (2009).
- Costantini, L. M., Snapp, E. L. Fluorescent proteins in cellular organelles: serious pitfalls and some solutions. DNA and cell biology. 32 (11), 622-627 (2013).
- Provost, E., Rhee, J., Leach, S. D. Viral 2A peptides allow expression of multiple proteins from a single ORF in transgenic zebrafish embryos. Genesis. 45 (10), 625-629 (2007).
- Kim, J. H., et al. High cleavage efficiency of a 2A peptide derived from porcine teschovirus-1 in human cell lines, zebrafish and mice. PLoS One. 6 (4), e18556 (2011).
- Akitake, C. M., Macurak, M., Halpern, M. E., Goll, M. G. Transgenerational analysis of transcriptional silencing in zebrafish. Dev Biol. 352 (2), 191-201 (2011).
- Shaner, N. C., Steinbach, P. A., Tsien, R. Y. A guide to choosing fluorescent proteins. Nat Methods. 2 (12), 905-909 (2005).
- Katayama, H., Yamamoto, A., Mizushima, N., Yoshimori, T., Miyawaki, A. GFP-like proteins stably accumulate in lysosomes. Cell Struct Funct. 33 (1), 1-12 (2008).
- Shaner, N. C., et al. Improving the photostability of bright monomeric orange and red fluorescent proteins. Nat Methods. 5 (6), 545-551 (2008).
- Marinkovic, P., et al. Axonal transport deficits and degeneration can evolve independently in mouse models of amyotrophic lateral sclerosis. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (11), 4296-4301 (2012).
- Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nat Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
- Keller, P. J., Ahrens, M. B. Visualizing Whole-Brain Activity and Development at the Single-Cell Level Using Light-Sheet Microscopy. Neuron. 85 (3), 462-483 (2015).
- Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. Reconstruction of zebrafish early embryonic development by scanned light sheet microscopy. Science. 322 (5904), 1065-1069 (2008).
- Truong, T. V., Supatto, W., Koos, D. S., Choi, J. M., Fraser, S. E. Deep and fast live imaging with two-photon scanned light-sheet microscopy. Nat Methods. 8 (9), 757-760 (2011).
- Tomer, R., Khairy, K., Amat, F., Keller, P. J. Quantitative high-speed imaging of entire developing embryos with simultaneous multiview light-sheet microscopy. Nat Methods. 9 (7), 755-763 (2012).
- Chen, B. C., et al. Lattice light-sheet microscopy: imaging molecules to embryos at high spatiotemporal resolution. Science. 346 (6208), 1257998 (2014).
