Summary

光合成細菌の増殖を探検する鉄(II)リッチ先カンブリア時代マリン湧昇システムの実験室でのシミュレーション

Published: July 24, 2016
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Summary

私たちは、実験室規模の垂直フロースルーの列に先カンブリア時代含鉄海洋湧昇システムをシミュレートしました。目標は、O 2とFe(II)の方法地球化学的プロファイルを理解するシアノバクテリアの農産物O 2として進化しました。結果は、O 2を生成し、光合成によって、鉄(II)酸化にchemoclineの確立を示しています。

Abstract

いくつかの先カンブリア紀の縞状鉄鉱フォーメーション(BIF)の堆積のための従来の概念は先カンブリア紀海洋の熱水供給源からの第一鉄[鉄(II)]湧昇は、分子酸素によって酸化されたことを前提に進み、[O 2]シアノバクテリアによって生成さ。約2.4億年で前にグレート酸化イベント(GOE)に堆積最古のBIF、(グレイ)前、無酸素条件下での酸素非発生型のphotoferrotrophsによって、鉄(II)の直接酸化によって形成された可能性があります。異なる生物学的なシナリオの下で開発地球化学的および鉱物学的なパターンをテストするための方法として、我々は実験室規模でのリッチ海洋湧昇システム古代の海の代表的な無酸素のFe(II)をシミュレートするために、長さ40cmの垂直フロースルー列を設計しました。シリンダは、地球化学的勾配を安定化させるために多孔質ガラスビーズマトリックスを充填し、そして鉄定量のための液体試料は、水カラムを通して取ることができます。溶存酸素ました外部からオプトードを経由して非侵襲的に検出されました。下からのFe(II)の湧昇流束を関与生物実験、トップとは異なる光勾配、および水柱におけるシアノバクテリアの存在の結果、鉄の形成のためのショー明確な証拠(III)鉱物沈殿物とchemoclineの開発鉄(II)とO 2との間です。この列には、私たちがシミュレートされた海洋先カンブリア時代の条件の下で(と将来photoferrotrophsで)シアノバクテリアを培養したBIFの形成のための仮説をテストすることができます。浅海や湖底堆積物を含む – さらに私たちは列の概念は、様々な化学的および物理環境のシミュレーションを可能にすると仮定しました。

Introduction

先カンブリア時代(前4.6 0.541へGyの)雰囲気は、おそらく前に約2.4 Gyのでいわゆる「グレート酸化イベント」(GOE)でのステップ変化によって中断さ光合成生成された酸素(O 2)、の漸進的なビルドアップを経験し、再び大気Oなどの新原生代(1から0.541 Gyの前)で2は、現代のレベル1に近づきました。シアノバクテリアは酸素発生型光合成2のできる第一生物の進化の名残です。地球化学的証拠とモデリングの研究は、主に無酸素雰囲気3-5の下に海洋表層における局所酸素オアシスを生成し、シアノバクテリアまたは酸素発生型光合成や酸素発生光栄養生物の可能な生物のアクティブなコミュニティを保有中の浅い沿岸環境の役割をサポートしています。

鉄への先カンブリア時代ポイントを通して海水から縞状鉄鉱フォーメーションの堆積(のBIF)(II)(鉄(II))の主要な地球化学cとしてその堆積中に少なくとも局所的海水のonstituent、、。最大のBIFのいくつかは、大陸棚と斜面をオフ形成、深層水鉱床です。堆積したFeの量は、主に大陸( すなわち 、風化)ソースとマスバランスの観点から互換性がありません。そのため、鉄の多くは苦鉄質や超苦海底地殻6の熱水変質から供給されている必要があります。鉄の速度の推定値は、沿岸環境の外側は、Fe(II)と一致している堆積湧昇7を介して表面の海に供給されます。 Feが湧昇流に輸送されるようにするために、縮小、移動体の形で存在していなければなりません – 鉄(II)として。 BIFに保存鉄の平均酸化状態は2.4 8であり、一般にBIFはFeが酸素によっておそらく、(II)の酸化された鉄の湧昇ときに形成される鉄(III)として寄託保つと考えられます。したがって、スロープenvironmeに沿ったポテンシャルのFe(II)酸化メカニズムを探索NTS BIFが形成された方法を理解することが重要です。また、海洋堆積物の洗練された地球化学的特徴付けは、Fe(II)は無酸素水柱に存在した含鉄条件は、先カンブリア紀を通じて海洋の持続的な特徴であった、とだけ時間と場所に制限されていない可能性があることを確認しましたここBIF 9を成膜しました。したがって、地球の歴史の少なくとも20億年の間、浅い海でのFe(II)とO 2との間のレドックスインターフェイスは、おそらく平凡でした。

多くの研究は、先カンブリア紀の海のさまざまな機能の化学的および/または生物学的な類似体である現代的なサイトを利用しています。良い例が光合成活性(シアノバクテリアによるものを含む)しながら、鉄(II)が10月13日に検出された太陽に照らされた地表水に安定して存在している含鉄湖です。これらの研究の結果は、無酸素/ FERに有酸素の地球化学と微生物特性への洞察を提供しますruginous chemocline。しかしながら、これらのサイトは、一般的に物理的にほとんど垂直ではなく湧昇システムで発生する化学インターフェースよりも、14を混合して層化され、先カンブリア時間4に最も酸素生成をサポートすると考えられています。

無酸素雰囲気下に海洋酸素オアシスの開発を探索するためのナチュラルアナログ、および太陽に照らされた表面水柱中のFe(II)に富む湧昇システムで、現代の地球では使用できません。したがって、含鉄湧昇ゾーンをシミュレートし、また、シアノバクテリアとphotoferrotrophsの成長をサポートすることができる実験室のシステムが必要とされています。微生物プロセスと理解を促進し、完全に古代の地球上の独特の生物地球化学的プロセスを理解するために、岩のレコードから得られた情報を補完することができる先カンブリア時代海水を表し湧昇水性媒体との相互作用の理解と識別。 </p>

そのために、実験室規模の列はその中のFe(II)に富む海水培地(中性pH)はカラムの底部に注入した設計された、と上から送り出さ。照明は上位3 cm単位でシアノバクテリアの成長を支え4センチメートルワイド」透光層」を作成するために、頂部に設けられました。自然環境は、一般的に塩分濃度や温度などの物理化学的勾配、によって層別化及び安定化されています。実験室規模での水カラムを安定化させるために、カラムシリンダが実験中に発生地球化学的パターンの確立を維持するのに役立った多孔質ガラスビーズマトリックスを充填しました。連続的なN 2 / CO 2ガス流はGOE 15の前に海の反射無酸素雰囲気を維持するために、カラムのヘッドスペースをフラッシュするために適用しました。鉄の一定のフラックス(II)が成立した後、シアノバクテリアは、列全体に接種し、そしてそのgrowtましたHは、サンプリングポートを介して除去したサンプルの細胞計数によってモニターしました。酸素は、列シリンダの内壁に酸素感受性オプトード箔を配置することによって、 その場でモニターし、測定は、カラムの外部からの光ファイバを用いて行きました。水性鉄スペシエーションは、深さ分解水平サンプリングポートからサンプルを除去することによって定量し、フェロジン法で分析しました。大気から分離して維持され、古代の水柱の実験室規模のアナログは、達成可能であること – 非生物対照実験と結果は概念実証を示しています。シアノバクテリアが成長し、酸素を生じ、およびFe(II)と酸素との反応を解決しました。海洋シアノバクテリアシネココッカス属を接種しながらここで、設計、準備、組み立て、実行、およびそのような列のサンプリングのための方法論は、カラムの84時間の実行から結果とともに、提示されています。 PCC 7002。

Protocol

培養培地の調製注:培地の調製のために必要な機器、化学品および消耗品に関する情報が表に記載されている1括弧内のイタリック英数字コードは、表2に箇条書きと図1に示す装置を参照してください。 Wu らのプロトコルに従って(「媒体」と呼ぶ)海洋光合成細菌(MP)培地5 Lを準備します。16。</s…

Representative Results

対照実験 非生物的対照実験(10日)は一貫して低い酸素濃度を示した(O 2 <-profile湧昇水柱全体でのFe(II)に有意な変動には0.15mg / L)。 10日間の媒体貯蔵および440μMまで500μMから全体的な鉄(II)濃度がわずかに減少中の析出物の形成(おそらく鉄(III)(oxyhydr-)酸化物)は、ゴム製の?…

Discussion

先カンブリア時代海洋における微生物群集はによって規制、またはそれらの活性の結果と支配的な地球化学的条件のように変更されました。 BIFの起源を解釈する際に、研究者は、一般的に堆積学またはBIFの地球化学、 例えば 、Smithら 23およびJohnsonら 24に基づいて、微生物の存在または活性を推測します。古代の環境への地球化学的類似体を持っている現…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

マークノードホフは、配管接続部の設計と実装を支援します。エレン・シュトルーヴェが使用される機器を選択して取得するのに役立ちました。

Materials

Widdel flask (5 L) Ochs 110015 labor-ochs.de
Glass bottles (5 L) Rotilabo Y682.1 carlroth.com
Glass pipettes (5 mL) 51714 labor-ochs.de
0.22 µm Steritop filter unit (0.22 µm Polyethersulfone membrane) Millipore X337.1 carlroth.com
Aluminum foil
Sterile Luer Lock glass syringe, filled with cotton C681.1 carlroth.com
Luer Lock stainless steel needles (150 mm, 1.0 mm ID) 201015 labor-ochs.de
NaCl Sigma 433209 sigmaaldrich.com
MgSO4 Sigma 208094 sigmaaldrich.com
CaCl2 Sigma C4901 sigmaaldrich.com
NH4Cl Sigma A9434 sigmaaldrich.com
KH2PO4 Sigma P5655 sigmaaldrich.com
KBr Sigma P3691 sigmaaldrich.com
KCl Sigma P9541 sigmaaldrich.com
Glass cylinder Y310.1 carlroth.com
Glass wool 7377.2 carlroth.com
Glass beads (ø 0.55 – 0.7 mm) 11079105 biospec.com
Butyl rubber stopper (ø 1.2 cm) 271024 labor-ochs.de
Petri Dish, glass (ø 8.0 cm) T939.1 carlroth.com
Polymers glue OTTOSEAL S68 adchem.de
Optical oxygen sensor foil (for oxygen analysis, see below) – on request – presens.de
Rubber tubing (35 mm, 7 mm ID) 770350 labor-ochs.de
Luer Lock tube connector (3.0 mm, luer lock male = LLM) P343.1 carlroth.com
Luer Lock tube connector (3.0 mm, luer lock female = LLF) P335.1 carlroth.com
Rubber tubing (25 mm, 0.72 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Rubber tubing (50 mm, 7 mm ID) 770350 labor-ochs.de
Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.0 mm ID) 201015 labor-ochs.de
Luer Lock glass syringe (10 mL) C680.1 carlroth.com
Loose cotton 
Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm) 271050 labor-ochs.de
Stainless steel needle (40 mm, 1.0 mm ID) Sterican 4665120 bbraun.de
Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.5 mm ID) 201520 labor-ochs.de
position: Luer Lock female connector part at C.7
Polymers glue OTTOSEAL S68 adchem.de
Stainless steel needle (120 mm, 0.7 mm ID) Sterican 4665643 bbraun.de
Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Heat shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk) 541458 – 62 conrad.de
Tube clamp STHC-C-500-4 tekproducts.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) P334.1 carlroth.com
Luer Lock plastic cap (LLM) CT69.1 carlroth.com
Glass bottle (5 L) Rotilabo Y682.1 carlroth.com
Butyl rubber stopper (for GL45) 444704 labor-ochs.de
Stainless steel capillary (300 mm, 0.74 mm ID) 56736 sigmaaldrich.com
Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID) 56737 sigmaaldrich.com
Shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk) 541458 – 62 conrad.de
Rubber tubing (100 mm, 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) P334.1 carlroth.com
Luer Lock glass syringe (10 mL) C680.1 carlroth.com
Loose cotton 
Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm) 271050 labor-ochs.de
Stainless Steel needle (40 mm, 0.8 mm ID) Sterican 4657519 bbraun.de
Luer Lock glass syringe (5 mL) C679.1 carlroth.com
Butyl rubber stopper (ø 1.75 mm) 271050 labor-ochs.de
Stainless steel needle (40 mm, 0.8 mm ID) Sterican 4657519 bbraun.de
Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Glass bottle (2 L) Rotilabo X716.1 carlroth.com
Butyl rubber stopper (for GL45) 444704 labor-ochs.de
Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID) 56736 sigmaaldrich.com
Rubber tubing (30 mm x 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Rubber tubing (100 mm x 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) P334.1 carlroth.com
Luer Lock 3-way connector (LLF, 2x LLM) 6134 cadenceinc.com
Light source Samsung SI-P8V151DB1US samsung.com
Peristalic pump Ismatec EW-78017-35 coleparmer.com
Pumping tubing (0.89 mm ID) EW-97628-26 coleparmer.com
Stainless steel capillary (200 mm, 0.74 mm ID) 56736 sigmaaldrich.com
Stainless steel capillary (400 mm, 0.74 mm ID) 56737 sigmaaldrich.com
Supel-Inert Foil (Tedlar – PFC) gas pack (10 L) 30240-U sigmaaldrich.com
Rubber tube (30 mm, 6 mm ID) 770300 labor-ochs.de
Luer Lock tube connector (3.0 mm, LLM) P343.1 carlroth.com
Luer Lock tube connector (3.0 mm, LLF) P335.1 carlroth.com
Gas-tight syringe (20 mL) C681.1 carlroth.com
Bunsen burner
Fiber optic oxygen meter for oxygen quantification Presens TR-FB-10-01 presens.de
Vacuum pump
Silicone glue for oxygen optodes Presens PS1 presens.de

Referências

  1. Lyons, T. W., Reinhard, C. T., Planavsky, N. J. The rise of oxygen in Earth’s early ocean and atmosphere. Nature. 506 (7488), 307-315 (2014).
  2. Raymond, J., Blankenship, R. E. The origin of the oxygen-evolving complex. Coord. Chem. Rev. 252 (3-4), 377-383 (2008).
  3. Kendall, B., Reinhard, C. T., Lyons, T., Kaufman, A. J., Poulton, S. W., Anbar, A. D. Pervasive oxygenation along late Archaean ocean margins. Nature Geosci. 3 (9), 647-652 (2010).
  4. Olson, S. L., Kump, L. R., Kasting, J. F. Quantifying the areal extent and dissolved oxygen concentrations of Archean oxygen oases. Chem. Geol. 362 (1), 35-43 (2013).
  5. Satkoski, A. M., Beukes, N. J., Li, W., Beard, B. L., Johnson, C. M. A redox-stratified ocean 3.2 billion years ago. Earth Planet. Sci. Lett. 430 (1), 43-53 (2015).
  6. Holland, H. D. Oceans – Possible Source of Iron in Iron-Formations. Econ. Geol. 68 (7), 1169-1172 (1973).
  7. Holland, H. D., Lazar, B., Mccaffrey, M. Evolution of the Atmosphere and Oceans. Nature. 320 (6057), 27-33 (1986).
  8. Klein, C., Beukes, N. J., Schopf, J. W., Klein, C. Time distribution, stratigraphy, and sedimentologic setting, and geochemistry of Precambrian iron-formations. The Proterozoic Biosphere. , 139-146 (1992).
  9. Poulton, S. W., Canfield, D. E. Ferruginous Conditions: A Dominant Feature of the Ocean through Earth’s History. Elements. 7 (2), 107-112 (2011).
  10. Busigny, V., et al. Iron isotopes in an Archean ocean analogue. Geochim. Cosmochim. Acta. 133, 443-462 (2014).
  11. Crowe, S. A., et al. Photoferrotrophs thrive in an Archean Ocean analogue. PNAS. 105 (41), 15938-15943 (2008).
  12. Jones, C., et al. Biogeochemistry of manganese in ferruginous Lake Matano, Indonesia. Biogeosciences. 8 (10), 2977-2991 (2011).
  13. Lliros, M., et al. Pelagic photoferrotrophy and iron cycling in a modern ferruginous basin. Sci. Rep. 5 (13803), (2015).
  14. Koeksoy, E., Halama, M., Konhauser, K. O., Kappler, A. Using modern ferruginous habitats to interpret Precambrian banded iron formation deposition. Int. J. Astrobiol. , 1-13 (2015).
  15. Canfield, D. E. A new model for Proterozoic ocean chemistry. Nature. 396 (6710), 450-453 (1998).
  16. Wu, W. F., et al. Characterization of the physiology and cell-mineral interactions of the marine anoxygenic phototrophic Fe(II) oxidizer Rhodovulum iodosum – implications for Precambrian Fe(II) oxidation. FEMS Microbiol. Ecol. 88 (3), 503-515 (2014).
  17. Hungate, R. E., Macy, J. The Roll-Tube Method for Cultivation of Strict Anaerobes. Bull. Ecol. Res. Comm. 17 (1), 123-126 (1973).
  18. Van Baalen, C. Studies on marine blue-green algae. Bot. mar. 4 (1-2), 129-139 (1962).
  19. Sakamoto, T., Bryant, D. A. Growth at low temperature causes nitrogen limitation in the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Arch. Microbiol. 169 (1), 10-19 (1998).
  20. Swanner, E. D., Mloszewska, A. M., Cirpka, O. A., Schoenberg, R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Modulation of oxygen production in Archaean oceans by episodes of Fe(II) toxicity. Nature Geosci. 8 (2), 126-130 (2015).
  21. Stookey, L. L. Ferrozine – a New Spectrophotometric Reagent for Iron. Anal. Chem. 42 (7), 779-784 (1970).
  22. Fitch, M. W., Koros, W. J., Nolen, R. L., Carnes, J. R. Permeation of Several Gases through Elastomers, with Emphasis on the Deuterium Hydrogen Pair. J. Appl. Polym. Sci. 47 (6), 1033-1046 (1993).
  23. Smith, A. J. B., Beukes, N. J., Gutzmer, J. The Composition and Depositional Environments of Mesoarchean Iron Formations of the West Rand Group of the Witwatersrand Supergroup, South Africa. Econ. Geol. 108 (1), 111-134 (2013).
  24. Johnson, C. M., Beard, B. L., Klein, C., Beukes, N. J., Roden, E. E. Iron isotopes constrain biologic and abiologic processes in banded iron formation genesis. Geochim. Cosmochim. Acta. 72 (1), 151-169 (2008).
  25. Krepski, S. T., Emerson, D., Hredzak-Showalter, P. L., Luther, G. W., Chan, C. S. Morphology of biogenic iron oxides records microbial physiology and environmental conditions: toward interpreting iron microfossils. Geobiology. 11 (5), 457-471 (2013).
  26. Posth, N. R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Microbiological processes in banded iron formation deposition. Sedimentology. 60 (7), 1733-1754 (2013).
  27. Maliva, R. G., Knoll, A. H., Simonson, B. M. Secular change in the Precambrian silica cycle: Insights from chert petrology. Geol. Soc. Am. Bull. 117 (7-8), 835-845 (2005).
  28. Kappler, A., Pasquero, C., Konhauser, K. O., Newman, D. K. Deposition of banded iron formations by anoxygenic phototrophic Fe(II)-oxidizing bacteria. Geology. 33 (11), 865-868 (2005).
  29. Krepski, S. T., Hanson, T. E., Chan, C. S. Isolation and characterization of a novel biomineral stalk-forming iron-oxidizing bacterium from a circumneutral groundwater seep. Environ. Microbiol. 14 (7), 1671-1680 (2012).
  30. Czaja, A. D., Johnson, C. M., Beard, B. L., Roden, E. E., Li, W. Q., Moorbath, S. Biological Fe oxidation controlled deposition of banded iron formation in the ca. 3770 Ma Isua Supracrustal Belt (West Greenland). Earth. Planet. Sci. Lett. 363 (1), 192-203 (2013).
  31. Melton, E. D., Schmidt, C., Kappler, A. Microbial iron(II) oxidation in littoral freshwater lake sediment: the potential for competition between phototrophic vs. nitrate-reducing iron(II)-oxidizers. Front. Microbiol. 3 (197), 1-12 (2012).

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Citar este artigo
Maisch, M., Wu, W., Kappler, A., Swanner, E. D. Laboratory Simulation of an Iron(II)-rich Precambrian Marine Upwelling System to Explore the Growth of Photosynthetic Bacteria. J. Vis. Exp. (113), e54251, doi:10.3791/54251 (2016).

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