Summary

Anvendelse af en filterpatron til filtrering af vandprøver og Udvinding af Environmental DNA

Published: November 25, 2016
doi:

Summary

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Abstract

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes ≤4 L or >4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Introduction

Miljømæssige DNA (eDNA) i vandigt miljø refererer til genetisk materiale, der findes i vandsøjlen. Nylige undersøgelser viste nytten af eDNA til påvisning fisk fra forskellige vandmiljøer, herunder damme 1-3, floder 4-8, vandløb 9, og havvand 10-14. De fleste af disse undersøgelser fokuseret på påvisning af en enkelt eller nogle få invasiv 1,4-6,8,14 og sjældne eller truede arter 3,9, mens nogle nylige undersøgelser forsøgt samtidig påvisning af flere arter i lokale fisk samfund 7,9, 12,13,15 og mesocosmos 11,12.

Sidstnævnte fremgangsmåde kaldes "metabarcoding" og eDNA metabarcoding anvender en eller flere sæt af PCR-primere til coamplify en genregion tværs taksonomisk forskellige prøver. Dette efterfølges af biblioteket forberedelse med indeksering og adapter Desuden, og de indekserede biblioteker analyseres ved en high-throughput parallel sekventeringperron. For nylig Miya et al. 12 udviklede universelle PCR primere til metabarcoding eDNA fra fisk (kaldet "MiFish"). De MiFish primere målretter en hypervariabel region af mitokondrie 12S rRNA-genet (163 til 185 bp), der indeholder tilstrækkelige oplysninger til at identificere fisk at taksonomiske familie, slægt og art undtagen nogle nært beslægtede congenere. Med brugen af disse primere i eDNA metabarcoding, Miya et al. 12 fundet mere end 230 subtropiske marine arter fra akvarium tanke med kendte arter sammensætning og koralrev nær akvariet.

Mens optimere metabarcoding protokollen til at rumme naturlig havvand med varierende niveauer af eDNA koncentration fra fisk, har vi bemærket, at MiFish primere lejlighedsvis undladt at forstærke målområdet til efterfølgende bibliotek forberedelse. En af de mere sandsynlige årsager til denne mislykket PCR-amplifikation er manglen på tilstrækkelige mængder af template DNA indeholdt i små mængder vand filtreret (dvs. 1-2 L). Selvom eDNA koncentration fra en bestemt taksonomiske gruppe er ukendte før forstærkning, filtrering af store vandmængder (> 1-2 L) ville være en enkel og effektiv metode til at indsamle mere eDNA fra vandmiljøer med knappe fisk overflod og biomasse, såsom open-havet og dybhavsøkosystemer.

I forhold til disk fiberfiltre konventionelt anvendes i en række fisk eDNA forskning 16, filterpatroner har den fordel at rumme større vandmængder før tilstopning 17. Faktisk viste en nylig undersøgelse stort volumen (> 20 L) filtrering af havvand prøver kystnære bruger filterpatroner 18. Endvidere er de individuelt pakket og sterilt, og kan udføres flere trin af den eksperimentelle arbejdsgang i filterhuset, hvilket således reducerer sandsynligheden for forurening fra laboratoriet 19. Det sidstefunktion er afgørende for eDNA metabarcoding, hvor risikoen for forurening er fortsat blandt de største eksperimentelle udfordringer 20,21. Trods disse tekniske fordele ved filterpatroner, har det ikke været anvendt i eDNA studier af fisk med to undtagelser 8,15.

Her giver vi en protokol til filtrering af vandprøver med filterpatronen og udvinding af eDNA fra dens filter uden at skulle skære åbne kabinettet. Vi tilbyder også to alternative vand filtrering systemer afhængigt af vandmængder (≤4 L eller> 4 L). For at sammenligne effektiviteten af den nyligt udviklede protokol og en tidligere brugt protokol ved hjælp af et glas-fiber filter i vores forskningsgruppe 12,14,22,23, vi udfører eDNA metabarcoding analyse af havvand fra en enorm akvarium tank (7500 m 3 ) med sammensætning kendt art, og viser antallet af fundne arter stammer fra de to protokoller som repræsentative resultater. Denne protokol hsom er udviklet til metabarcoding eDNA fra fisk, men kan også anvendes til eDNA fra andre organismer.

Protocol

BEMÆRK: Denne protokol beskæftiger sig ikke med vand prøveudtagning og metabarcoding metoder. Vand kan der udtages prøver på forskellige måder afhængig af studieformål 16 og se Miya et al. 12 for detaljer om metabarcoding metoder ved hjælp MiFish primere. Bemærk, at det samplede vand bør holdes meget koldt og filtreret inden for et par timer til at undgå nedbrydning af eDNA. Bemærk også, at denne protokol omfatter anvendelse af et roterende rysteapparat og en inkubator, og si…

Representative Results

Det er teknisk vanskeligt at isolere og kvantificere kun fisk eDNA fra den udpakkede hovedparten eDNA, fordi MiFish primere coamplify målområdet fra nogle ikke-fisk hvirveldyr, såsom fugle og pattedyr, med PCR-produkter af samme størrelse (ca. 170 bp ) 12. I stedet for at kvantificere fisk eDNA, vi udfører MiFish metabarcoding analyse af eDNA fra et akvarium tank med kendt sammensætning arter ved hjælp af de to forskellige metoder til filtrering og dna-ekstrakt…

Discussion

I mange metabarcoding undersøgelser med anvendelse af miljøprøver såsom vand og jord, post-filtrering behandling af filterpatronen er generelt som følger 24,25: 1) at skære åben eller revnet huset med håndværktøj (slange cutter eller tang); 2) fjernelse af filteret fra patronen; og 3) skæring af filteret i små stykker med et barberblad til DNA-ekstraktion. For at undgå sådanne besværlige og tidskrævende procedurer, der er tilbøjelige til forurening i laboratoriet, har vi forsøgt flere DNA ek…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study was supported as basic research by CREST from the Japan Science and Technology Agency (JST) and by grants from JSPS/MEXT KAKENHI (Number 26291083) and the Canon Foundation to M.M. The funders had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript.

Materials

Mesh panel Iris Ohyama MPP-3060-BE
Metal prong Iris Ohyama MR12F
Stand for the mesh panel No brand 4184-9507 available from Amazon Japan
1-L plastic bag with screw cap Yanagi DP16-TN1000
Male luer-lock connector ISIS 11620
10-mL pipette tip Eppendorf 0030 000.765
10-L book bottle with valve As One 1-2169-01
Sterivex-HV filter Millipore SVHVL10RC denoted as "filter cartridge" throughout the ms and used in the protocol
Male luer fitting As One 1-7379-04
Female luer fitting As One 5-1043-14  
Inlet luer cap ISIS VRMP6
Outlet luer cap ISIS VRFP6
High vacuum tubing As One 6-590-01
Vacuum connector As One 6-663-02
Silicone stopper As One 1-7650-07
Manifold As One 2-258-01
Aspirator-GAS-1 As One 1-7483-21
DNeasy Blood & Tissue Kit (250) Qiagen 69506
PowerWater Sterivex DNA Isolation Kit MO BIO 14600-50-NF denoted as "optional kit" in the ms
Tabletop Centrifuge Kubota Model 4000 Maximum speed 6,000 rpm
Fixed-angle rotor Kubota AT-508C
Adaptor for a 15 mL conical tube Kubota 055-1280
RNAlater Stabilization Solution Thermo Fisher Scientific AM7020
Parafilm PM992 denoted as "self-sealing film"

Referências

  1. Takahara, T., Minamoto, T., Doi, H. Using environmental DNA to estimate the distribution of an invasive fish species in ponds. PLoS ONE. 8, e56584 (2013).
  2. Takahara, T., Minamoto, T., Yamanaka, H., Doi, H., Kawabata, Z. Estimation of fish biomass using environmental DNA. PLoS ONE. 7, e35868 (2012).
  3. Sigsgaard, E. E., Carl, H., Møller, P. R., Thomsen, P. F. Monitoring the near-extinct European weather loach in Denmark based on environmental DNA from water samples. Biol. Conserv. 183, 48-52 (2015).
  4. Jerde, C. L., et al. Detection of Asian carp DNA as part of a Great Lakes basin-wide surveillance program. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 70, 522-526 (2013).
  5. Jerde, C. L., Mahon, A. R., Chadderton, W. L., Lodge, D. M. "Sight-unseen" detection of rare aquatic species using environmental DNA. Conserv. Lett. 4, 150-157 (2011).
  6. Mahon, A. R., et al. Validation of eDNA surveillance sensitivity for detection of Asian carps in controlled and field experiments. PLoS ONE. 8, e58316 (2013).
  7. Minamoto, T., Yamanaka, H., Takahara, T., Honjo, M. N., Kawabata, Z. Surveillance of fish species composition using environmental DNA. Limnology. 13, 193-197 (2012).
  8. Keskin, E. Detection of invasive freshwater fish species using environmental DNA survey. Biochem. Syst. Ecol. 56, 68-74 (2014).
  9. Wilcox, T. M., et al. Robust detection of rare species using environmental DNA: the importance of primer specificity. PLoS ONE. 8, e59520 (2013).
  10. Thomsen, P. F., et al. Detection of a diverse marine fish fauna using environmental DNA from seawater samples. PLoS ONE. 7, e41732 (2012).
  11. Kelly, R. P., et al. Harnessing DNA to improve environmental management. Science. 344, 1455-1456 (2014).
  12. Miya, M., et al. Mifish, a set of universal PCR primers for metabarcoding environmental DNA from fishes: detection of more than 230 subtropical marine species. Roy. Soc. Open Sci. 2, 150088 (2015).
  13. Port, J. A., et al. Assessing vertebrate biodiversity in a kelp forest ecosystem using environmental DNA. Mol. Ecol. 25, 527-541 (2015).
  14. Yamamoto, S., et al. Environmental DNA provides a ‘snapshot’ of fish distribution: a case study of Japanese jack mackerel in Maizuru Bay, Sea of Japan. PLoS ONE. 11, e0149786 (2016).
  15. Valentini, A., et al. Next generation monitoring of aquatic biodiversity using environmental DNA metabarcoding. Mol. Ecol. 25, 929-942 (2016).
  16. Rees, H. C., Maddison, B. C., Middleditch, D. J., Patmore, J. R., Gough, K. C. Review: The detection of aquatic animal species using environmental DNA – a review of eDNA as a survey tool in ecology. J. Appl. Ecol. 51, 1450-1459 (2014).
  17. Stewart, F. J., DeLong, E. E. . Microbial metagenomics, Metatranscriptomics, and metaprotenomics Vol. 531 Methods in Enzymology. 10, 187-218 (2013).
  18. Walsh, D. A., Zaikova, E., Hallam, S. J. Large volume (20L+) filtration of coastal seawater samples. J Vis Exp. (28), e1161 (2009).
  19. Smalla, K., Akkermans, D. L., Elsas, J. D., Bruijn, F. J. . Molecular Microbial Ecology Manual. , 13-22 (1995).
  20. Thomsen, P. F., Willerslev, E. Environmental DNA – An emerging tool in conservation for monitoring past and present biodiversity. Biol. Conserv. 183, 4-18 (2014).
  21. Pedersen, M. W., et al. Ancient and modern environmental DNA. Phil. Trans. R. Soc. B. 370, 20130383 (2015).
  22. Fukumoto, S., Ushimaru, A., Minamoto, T. A basin scale application of environmental DNA assessment for rare endemic species and closely related exotic species in rivers: a case study of giant salamanders in Japan. J. Appl. Ecol. 52, 358-365 (2015).
  23. Yamanaka, H., Minamoto, T. The use of environmental DNA of fishes as an efficient method of determining habitat connectivity. Ecol. Indicators. 62, 147-153 (2016).
  24. Moss, J. A., et al. Ciliated protists from the nepheloid layer and water column of sites affected by the Deepwater Horizon oil spill in the Northeastern Gulf of Mexico. Deep Sea Res. Pt I. 106, 85-96 (2015).
  25. Hilton, J. A., Satinsky, B. M., Doherty, M., Zielinski, B., Zehr, J. P. Metatranscriptomics of N2-fixing cyanobacteria in the Amazon River plume. The ISME journal. 9, 1557-1569 (2015).
  26. Deiner, K., Walser, J. -. C., Mächler, E., Altermatt, F. Choice of capture and extraction methods affect detection of freshwater biodiversity from environmental DNA. Biol. Conserv. 183, 53-63 (2015).
  27. Eichmiller, J. J., Miller, L. M., Sorensen, P. W. Optimizing techniques to capture and extract environmental DNA for detection and quantification of fish. Mol. Ecol. Res. 16, 56-68 (2016).
  28. Lemarchand, K., Pollet, T., Lessard, V., Badri, M. A., Micic, M. . Sample Preparation Techniques for Soil, Plant, and Animal Samples’Springer Protocols Handbooks. , 325-339 (2016).
  29. Turner, C. R., et al. Particle size distribution and optimal capture of aqueous macrobial eDNA. Methods Ecol. Evol. 5, 676-684 (2014).
  30. Barnes, M. A., Turner, C. R. The ecology of environmental DNA and implications for conservation genetics. Conserv. Genet. 17, 1-17 (2016).
  31. Sorokulova, I., Olsen, E., Vodyanoy, V. Biopolymers for sample collection, protection, and preservation. Appl. Microbiol. Biotechnol. 99, 5397-5406 (2015).
  32. Renshaw, M. A., Olds, B. P., Jerde, C. L., McVeigh, M. M., Lodge, D. M. The room temperature preservation of filtered environmental DNA samples and assimilation into a Phenol-Chloroform-Isoamyl alcohol DNA extraction. Mol. Ecol. Res. 2014, (2014).
check_url/pt/54741?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Miya, M., Minamoto, T., Yamanaka, H., Oka, S., Sato, K., Yamamoto, S., Sado, T., Doi, H. Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA. J. Vis. Exp. (117), e54741, doi:10.3791/54741 (2016).

View Video