Summary

Användning av en filterpatron för filtrering av vattenprover och utvinning av miljö DNA

Published: November 25, 2016
doi:

Summary

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Abstract

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes ≤4 L or >4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Introduction

Miljö DNA (eDNA) i vattenmiljöer avser genetiska material som finns i vattnet. Nya studier har visat användbarheten av eDNA för detektering av fiskar från olika vattenmiljöer, inklusive dammar 1-3, floder 4-8, strömmar 9, och havsvatten 10-14. De flesta av dessa studier fokuserade på detektion av en enda eller ett fåtal invasiv 1,4-6,8,14 och sällsynta eller hotade arter 3,9, medan några nya studier försökt samtidig detektion av flera arter i lokala fisksamhällen 7,9, 12,13,15 och mesokosmosstudier 11,12.

Den senare metoden kallas "metabarcoding" och Edna metabarcoding använder en eller flera uppsättningar av PCR-primers för att coamplify en genregion över taxonomiskt skilda prover. Detta följs av biblioteket förberedelse med indexering och adapter dessutom och indexerade bibliotek analyseras av en hög genomströmning parallell sekvenseplattform. Nyligen Miya et al. 12 utvecklade universella PCR-primers för metabarcoding eDNA från fiskar (kallas "MiFish"). De MiFish primers rikta en hypervariabel region av den mitokondriella 12S rRNA-genen (163-185 bp), som innehåller tillräcklig information för att identifiera fiskar till taxonomiska familj, släkte och art, utom för vissa närbesläktade kongener. Med hjälp av dessa primers i Edna metabarcoding, Miya et al. 12 upptäckt mer än 230 subtropiska marina arter från akvarier med kända artsammansättning och korallrev i närheten akvariet.

Medan optimera metabarcoding protokollet att rymma naturliga havsvatten med olika nivåer av eDNA koncentration från fiskar, har vi märkt att MiFish primers ibland misslyckades att förstärka målområdet för efterföljande bibliotek beredning. En av de mer troliga orsakerna till detta misslyckade PCR-förstärkning är brist på tillräckliga mängder av template DNA som finns i små mängder vatten filtrerade (dvs 1-2 L). Även eDNA koncentration från en viss taxonomisk grupp är omöjlig innan förstärkning, filtrering av stora vattenvolymer (> 1-2 L) skulle vara ett enkelt och effektivt sätt att samla in mer eDNA från vattenmiljöer med knappa fisk förekomst och biomassa, såsom öppen havet och djuphavsekosystem.

I förhållande till skivfiberfilter som konventionellt används i ett antal fiskar eDNA forskning 16, filterpatroner har fördelen att ta emot större vattenvolymer innan igensättning 17. Egentligen en nyligen genomförd studie visade stor volym (> 20 L) filtrering av kusthavsvattenprover som använder filterpatroner 18. Dessutom, de är individuellt förpackade och steril, och flera steg av den experimentella arbetsflödet kan utföras i filterhuset, vilket minskar sannolikheten för kontaminering från laboratoriet 19. Den senareFunktionen är avgörande för eDNA metabarcoding, där risken för kontaminering är fortfarande bland de största experimentella utmaningar 20,21. Trots dessa tekniska fördelar av filterpatroner, har det inte använts i Edna studier av fiskar med två undantag 8,15.

Här ger vi ett protokoll för filtrering av vattenprover med filterpatronen och utvinning av eDNA från sin filter utan att behöva skära upp höljet. Vi tillhandahåller också två alternativa vattenfiltreringssystem beroende på volymer vatten (≤4 L eller> 4 L). För att jämföra prestanda nyutvecklade protokoll och en tidigare protokoll som används med hjälp av en glasfiberfilter i vår forskargrupp 12,14,22,23, vi utför eDNA metabarcoding analys av havsvatten från en enorm akvarium (7500 m 3 ) med känd artsammansättning och visar antalet upptäckta arter som härrör från de två protokoll som representativa resultat. Detta protokoll hsom utvecklats för metabarcoding eDNA från fiskar, men är också tillämpbar på eDNA från andra organismer.

Protocol

OBS: Detta protokoll behandlar inte vatten provtagning och metabarcoding metoder. Vatten kan provtas på olika sätt beroende på studiesyfte 16 och se Miya et al. 12 för detaljer om metabarcoding metoder med användning MiFish primers. Observera att den samplade vattnet bör hållas mycket kallt och filtreras inom några timmar för att undvika nedbrytning av eDNA. Notera också att detta protokoll innefattar användning av en roterande skakanordning och en inkubator, och den senare mås…

Representative Results

Det är tekniskt svårt att isolera och kvantifiera bara fisk eDNA från den extraherade bulk eDNA eftersom MiFish primers coamplify målområdet från vissa icke-fisk ryggradsdjur, såsom fåglar och däggdjur, med PCR-produkter av samma storlek (ca. 170 bp ) 12. I stället för att kvantifiera fisk eDNA utför vi MiFish metabarcoding analys omEdna från ett akvarium tank med känd artsammansättning med hjälp av två olika metoder för filtrering och DNA-extraktion…

Discussion

I många metabarcoding studier med miljöprov såsom vatten och mark, är i allmänhet efterfiltreringsbehandling av filterpatronen enligt följande 24,25: 1) skära upp eller sprickbildning huset med handverktyg (slang cutter eller tång); 2) avlägsnande av filtret från patronen; och 3) att skära filtret i små bitar med ett rakblad för DNA-extraktion. För att undvika sådana besvärliga och tidskrävande förfaranden som är benägna att kontaminering i laboratoriet, har vi försökt flera DNA extrakti…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study was supported as basic research by CREST from the Japan Science and Technology Agency (JST) and by grants from JSPS/MEXT KAKENHI (Number 26291083) and the Canon Foundation to M.M. The funders had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript.

Materials

Mesh panel Iris Ohyama MPP-3060-BE
Metal prong Iris Ohyama MR12F
Stand for the mesh panel No brand 4184-9507 available from Amazon Japan
1-L plastic bag with screw cap Yanagi DP16-TN1000
Male luer-lock connector ISIS 11620
10-mL pipette tip Eppendorf 0030 000.765
10-L book bottle with valve As One 1-2169-01
Sterivex-HV filter Millipore SVHVL10RC denoted as "filter cartridge" throughout the ms and used in the protocol
Male luer fitting As One 1-7379-04
Female luer fitting As One 5-1043-14  
Inlet luer cap ISIS VRMP6
Outlet luer cap ISIS VRFP6
High vacuum tubing As One 6-590-01
Vacuum connector As One 6-663-02
Silicone stopper As One 1-7650-07
Manifold As One 2-258-01
Aspirator-GAS-1 As One 1-7483-21
DNeasy Blood & Tissue Kit (250) Qiagen 69506
PowerWater Sterivex DNA Isolation Kit MO BIO 14600-50-NF denoted as "optional kit" in the ms
Tabletop Centrifuge Kubota Model 4000 Maximum speed 6,000 rpm
Fixed-angle rotor Kubota AT-508C
Adaptor for a 15 mL conical tube Kubota 055-1280
RNAlater Stabilization Solution Thermo Fisher Scientific AM7020
Parafilm PM992 denoted as "self-sealing film"

Referências

  1. Takahara, T., Minamoto, T., Doi, H. Using environmental DNA to estimate the distribution of an invasive fish species in ponds. PLoS ONE. 8, e56584 (2013).
  2. Takahara, T., Minamoto, T., Yamanaka, H., Doi, H., Kawabata, Z. Estimation of fish biomass using environmental DNA. PLoS ONE. 7, e35868 (2012).
  3. Sigsgaard, E. E., Carl, H., Møller, P. R., Thomsen, P. F. Monitoring the near-extinct European weather loach in Denmark based on environmental DNA from water samples. Biol. Conserv. 183, 48-52 (2015).
  4. Jerde, C. L., et al. Detection of Asian carp DNA as part of a Great Lakes basin-wide surveillance program. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 70, 522-526 (2013).
  5. Jerde, C. L., Mahon, A. R., Chadderton, W. L., Lodge, D. M. "Sight-unseen" detection of rare aquatic species using environmental DNA. Conserv. Lett. 4, 150-157 (2011).
  6. Mahon, A. R., et al. Validation of eDNA surveillance sensitivity for detection of Asian carps in controlled and field experiments. PLoS ONE. 8, e58316 (2013).
  7. Minamoto, T., Yamanaka, H., Takahara, T., Honjo, M. N., Kawabata, Z. Surveillance of fish species composition using environmental DNA. Limnology. 13, 193-197 (2012).
  8. Keskin, E. Detection of invasive freshwater fish species using environmental DNA survey. Biochem. Syst. Ecol. 56, 68-74 (2014).
  9. Wilcox, T. M., et al. Robust detection of rare species using environmental DNA: the importance of primer specificity. PLoS ONE. 8, e59520 (2013).
  10. Thomsen, P. F., et al. Detection of a diverse marine fish fauna using environmental DNA from seawater samples. PLoS ONE. 7, e41732 (2012).
  11. Kelly, R. P., et al. Harnessing DNA to improve environmental management. Science. 344, 1455-1456 (2014).
  12. Miya, M., et al. Mifish, a set of universal PCR primers for metabarcoding environmental DNA from fishes: detection of more than 230 subtropical marine species. Roy. Soc. Open Sci. 2, 150088 (2015).
  13. Port, J. A., et al. Assessing vertebrate biodiversity in a kelp forest ecosystem using environmental DNA. Mol. Ecol. 25, 527-541 (2015).
  14. Yamamoto, S., et al. Environmental DNA provides a ‘snapshot’ of fish distribution: a case study of Japanese jack mackerel in Maizuru Bay, Sea of Japan. PLoS ONE. 11, e0149786 (2016).
  15. Valentini, A., et al. Next generation monitoring of aquatic biodiversity using environmental DNA metabarcoding. Mol. Ecol. 25, 929-942 (2016).
  16. Rees, H. C., Maddison, B. C., Middleditch, D. J., Patmore, J. R., Gough, K. C. Review: The detection of aquatic animal species using environmental DNA – a review of eDNA as a survey tool in ecology. J. Appl. Ecol. 51, 1450-1459 (2014).
  17. Stewart, F. J., DeLong, E. E. . Microbial metagenomics, Metatranscriptomics, and metaprotenomics Vol. 531 Methods in Enzymology. 10, 187-218 (2013).
  18. Walsh, D. A., Zaikova, E., Hallam, S. J. Large volume (20L+) filtration of coastal seawater samples. J Vis Exp. (28), e1161 (2009).
  19. Smalla, K., Akkermans, D. L., Elsas, J. D., Bruijn, F. J. . Molecular Microbial Ecology Manual. , 13-22 (1995).
  20. Thomsen, P. F., Willerslev, E. Environmental DNA – An emerging tool in conservation for monitoring past and present biodiversity. Biol. Conserv. 183, 4-18 (2014).
  21. Pedersen, M. W., et al. Ancient and modern environmental DNA. Phil. Trans. R. Soc. B. 370, 20130383 (2015).
  22. Fukumoto, S., Ushimaru, A., Minamoto, T. A basin scale application of environmental DNA assessment for rare endemic species and closely related exotic species in rivers: a case study of giant salamanders in Japan. J. Appl. Ecol. 52, 358-365 (2015).
  23. Yamanaka, H., Minamoto, T. The use of environmental DNA of fishes as an efficient method of determining habitat connectivity. Ecol. Indicators. 62, 147-153 (2016).
  24. Moss, J. A., et al. Ciliated protists from the nepheloid layer and water column of sites affected by the Deepwater Horizon oil spill in the Northeastern Gulf of Mexico. Deep Sea Res. Pt I. 106, 85-96 (2015).
  25. Hilton, J. A., Satinsky, B. M., Doherty, M., Zielinski, B., Zehr, J. P. Metatranscriptomics of N2-fixing cyanobacteria in the Amazon River plume. The ISME journal. 9, 1557-1569 (2015).
  26. Deiner, K., Walser, J. -. C., Mächler, E., Altermatt, F. Choice of capture and extraction methods affect detection of freshwater biodiversity from environmental DNA. Biol. Conserv. 183, 53-63 (2015).
  27. Eichmiller, J. J., Miller, L. M., Sorensen, P. W. Optimizing techniques to capture and extract environmental DNA for detection and quantification of fish. Mol. Ecol. Res. 16, 56-68 (2016).
  28. Lemarchand, K., Pollet, T., Lessard, V., Badri, M. A., Micic, M. . Sample Preparation Techniques for Soil, Plant, and Animal Samples’Springer Protocols Handbooks. , 325-339 (2016).
  29. Turner, C. R., et al. Particle size distribution and optimal capture of aqueous macrobial eDNA. Methods Ecol. Evol. 5, 676-684 (2014).
  30. Barnes, M. A., Turner, C. R. The ecology of environmental DNA and implications for conservation genetics. Conserv. Genet. 17, 1-17 (2016).
  31. Sorokulova, I., Olsen, E., Vodyanoy, V. Biopolymers for sample collection, protection, and preservation. Appl. Microbiol. Biotechnol. 99, 5397-5406 (2015).
  32. Renshaw, M. A., Olds, B. P., Jerde, C. L., McVeigh, M. M., Lodge, D. M. The room temperature preservation of filtered environmental DNA samples and assimilation into a Phenol-Chloroform-Isoamyl alcohol DNA extraction. Mol. Ecol. Res. 2014, (2014).
check_url/pt/54741?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Miya, M., Minamoto, T., Yamanaka, H., Oka, S., Sato, K., Yamamoto, S., Sado, T., Doi, H. Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA. J. Vis. Exp. (117), e54741, doi:10.3791/54741 (2016).

View Video