Ein Protokoll für die Gewinnung von periplasmatischen Übergangsmetall Chaperon im Zusammenhang mit seiner nativen Bindungspartner und biophysikalischen Charakterisierung des Inhalts Substrat durch Röntgen-Fluoreszenz und Radiometal Aufnahme dargestellt wird.
Wir zeigen eine skalierbare Methode für die Trennung von der bakteriellen Periplasma von Zytoplasma. Diese Methode wird verwendet, periplasmatischen Protein zum Zwecke der biophysikalischen Charakterisierung und Maßnahme Substrat Transfer zwischen periplasmatischen und zytoplasmatischen Kompartimente zu reinigen. Durch die sorgfältig Begrenzung der Zeit, die das Periplasma vom Zytoplasma getrennt ist, kann der Experimentator das Protein des Interesses zu extrahieren und assay jedes Fach einzeln für Substrat ohne Verschleppung Kontamination zwischen den Abteilen. Die extrahierten Proteine aus Fraktionierung kann dann weiter für dreidimensionale Strukturaufklärung oder Substrat-verbindliche Profile analysiert werden. Alternativ kann diese Methode nach Inkubation mit ein Radiotracer bestimmen insgesamt Prozent Aufnahme sowie Verteilung des Tracers (und daher Metall Transport) durchgeführt werden, über verschiedene bakterielle Fächer. Experimente mit einem Radiotracer kann helfen, zwischen einer physiologischen Substrat und artifizielle Substrat, wie etwa durch Mismetallation zu unterscheiden.
Röntgenfluoreszenz kann verwendet werden, um das Vorhandensein oder Fehlen von Metall Einbau in einer Probe zu entdecken sowie die Veränderungen, die in Metall Aufnahme als Produkt der Wachstumsbedingungen, Reinigung Geschäftsbedingungen und/oder Kristallisation Bedingungen auftreten können. Röntgenfluoreszenz bietet auch ein relatives Maß der Fülle für jedes Metall, die verwendet werden können, um festzustellen, die beste Metall Energie Absorption Spitze für anomale Röntgen Streuung Datenerfassung verwenden. Radiometal Aufnahme kann als eine Methode zu validieren die physiologische Natur eines Substrats durch Röntgen-Fluoreszenz erkannt sowie die Unterstützung der Entdeckung der neuartigen Substrate verwendet werden.
In Gram-negativen Bakterien sind zytoplasmatischen Pools Übergang Metall-Atome erhöht und ergänzt durch die innere Membran ABC (ATP-bindende Kassette) Einführer, die Metall Translokation durch die innere Membran zu mildern. Periplasmatischen Cluster a-1 Substrat-bindende Proteine (SBPs) bilden eine Gruppe von Chaperonen, die die Metallatomen direkt binden und sie durch das Periplasma übermitteln sie an cognate ABC Importeure1Fähre. Anderen Clustern SBPs engagieren uns für den Transport von Substraten, wie Chelat Metall (Cluster a-2), Kohlenhydrate (Cluster B und d-1) und Aminosäuren (Gruppen B, C, f-2 und f-4); Dennoch folgen SBPs unabhängig vom Substrat, eine evolutionär konserviert c-Clamp Falte2. Die generalisierte vorgeschlagene Mechanismus für die SBP Substrat Transfer umfasst der c-Clamp durchläuft eine Reihe von Verrenkungen, die eine Venusfliegenfalle3ähneln. In der Regel reinigen Cluster a-1 SBPs in Holo (Metall gebunden) Form, obwohl Studie über diese SBPs durch die Schwierigkeiten bei der Erzeugung von Apo (metallfrei) Formen des Proteins für Experimente4begrenzt ist. Bis heute wurden Strategien, Apo zu studieren Cluster a-1 SBPs wurden beschränkt, Mutagenese, Dialyse und teilweisen Denaturierung mit Ethylenediaminetetraacetic Säure (EDTA) Chelator5,6,7,8 , 9 , 10 , 11. Strukturdaten aus diesen Experimenten deuten darauf hin, dass Cluster a-1 SBPs Venus Flytrap Mechanismus nicht genau folgen kann. Derzeit fehlt in der Literatur ist ein Verfahren zur Herstellung von Apo a-1 SBPs Cluster in Vivo mit physiologischen Bindungspartner.
Wir zeigen zum ersten Mal mit Zelle Fraktionierung, YfeA, eine Cluster-a-1-SBP von Yersinia Pestis, die ätiologische Agenten der Pest, die in der Apo-Form durch die Interaktion mit dem physiologischen cognate YfeBCDE ABC-Importeur umgewandelt wurde, zu reinigen in der Zelle. Wir zeigen, dass YfeA in Form von Energie-energiedispersiver Röntgenspektroskopie (Hg.), auch bekannt als Röntgenfluoreszenz Apo. Wir zeigen auch YfeBCDE Funktionalität durch die Kombination von Zelle Fraktionierung mit hochsensiblen radioaktives Metall Aufnahme Studien Metall Aufnahme durch die äußere Membran und Metall Import über die innere Membran zu unterscheiden. Die Verwendung eines radioaktiven Tracers ermöglicht die Erkennung von Pg/L Mengen von Metallen, deutlich unter der Nachweisgrenze für solche Techniken wie induktiv Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS) oder Atomabsorptionsspektroskopie (AAS) gekoppelt. Dies ermöglicht eine minimale Störung des untersuchten Systems. Darüber hinaus erfordern oft aufgeführten traditionellen Methoden größere Probenvolumina, zusätzliche Nachbearbeitung und längere Durchlaufzeiten, die nicht typisch für Radiotracer Assays sind. So, mit einem Radiotracer bietet eine bequeme und einfache Methode zur Überwachung Metall Verteilung und Aufnahme innerhalb einer Zelle. Es bleibt festgestellt werden, ob eine Apo, die Cluster-a-1-SBP produziert mit dieser Methode der strukturellen Beobachtungen aus den aktuellen Praktiken zur Erzeugung von Apo Protein echo würde.
Zelle Fraktionierung ist ein etabliertes Verfahren zur Trennung von zellulärer Kompartimenten für die implizite Zweck speziell sondieren ihre Inhalte in Isolierung12. Zelle Fraktionierung wird häufig verwendet, bestätigen Sie den Speicherort eines Moleküls während des Zellzyklus oder die Aktivität eines bestimmten Fach13messen. Zum Beispiel kann Metall Transportaktivität durch Sondierung zellulare Fächern für Metallsubstrat geprüft werden. Integration von Zelle Fraktionierung ermöglicht Unterscheidung und Vergleich zwischen Metall Aufnahme durch die äußere Membran und Metall Übertragung durch die innere Membran. Diese Prozesse können dann wiederum im Laufe der Zeit gemessen werden. Im Falle der Proteinreinigung, die gängigsten Methoden der Zelle Lysis und Trennung von löslichen Bestandteilen vom unlöslichen Komponenten sind mechanische Störungen (z. B. Schleifen, mischen), Hochdruck Homogenisierung (d. h. französischen Druck Cell Press, Zelle Disruptor) und Ultraschall-Frequenzen (i.e., Beschallung)14. Verwendung von Ultraschallfrequenzen zu Zellen lysiert eignet sich in der Regel am besten für kleine Volumen; Beschallung ist jedoch bekannt, um übermäßige Hitze zu generieren, der Proteine denaturieren können. Zur Vermeidung von übermäßigen Wärmeerzeugung gelten Ultraschallfrequenzen in der Regel in sequenziellen Zwischenspurts, die kann sehr zeitaufwändig sein und versehentlich degradieren DNA-Moleküle in kleinere Fragmente. Darüber hinaus möglicherweise mehrere teure Beschallung Sonden für präparative und analytische Experimente erforderlich, da jede Sonde hat einen begrenzten Bereich für das Probenvolumen, die verarbeitet werden können. Verwendung von Hochdruck an Zellen lysiert vermeidet übermäßigen Hitze während Zelle lyse bis chillen französischen Druck Presse Zellbestandteile vor Lyse oder Betrieb einer Zelle Disruptor in einer kalten Umgebung wie ein kalter Raum zu erzeugen. Wie Beschallung Sonden müssen mehrere Sätze von Zellkomponenten Press französischen Druck erworben werden, um eine Vielzahl von Probenvolumina zu verarbeiten. Französischen Druck Zelle drücken Sie die Baugruppen sind einfach anzuschließen, aber umständlich zu bedienen und zu reinigen, kann schwer zu bewegen und sind anfällig für Verstopfungen aus dichten Proben. Vorteile bei der Verwendung von Ultraschallfrequenzen und Hochdruckanlagen zur lyse der Zellen enthalten hohe Probenrückgewinnung, Fähigkeit, mehrere Proben mit minimaler Kreuzkontamination, zu verarbeiten und verstellbaren Scheren Kraft, die für Lyse Optimierung der angepasst werden kann eine Vielzahl von Probenarten. Optimierung kann auftreten, durch eine Anpassung der Ultraschallfrequenz Dauer der platzt, Kolben Druck Pfund pro Quadratzoll (Psi) und Anzahl der Durchläufe durch die Presse. Einsatz von mechanischen Störungen zur lyse der Zellen möglicherweise die technisch trivial und kostengünstigste Strategie zur Lyse der Zelle. Mechanische Störungen kann Herausforderungen in Probenrückgewinnung und eignet sich nicht für die Bearbeitung mehrerer Proben. Mechanische Störungen ist sanfter, Proben als Hochdruck- oder Ultraschallfrequenzen, aber ist nicht hohen Durchsatz und ist anfällig für ineffiziente Lyse. Eine erhebliche experimentelle Einschränkung der mechanischen Störungen, Hochdruck Homogenisierung und Ultraschallfrequenzen, ist die unkontrollierbare Störung der gesamten zellulären Architektur so, dass nach lyse, alle wässrigen Zellbestandteile gemischt werden zusammen. Darüber hinaus stören alle Zelle Fächer nicht zur gleichen Zeit; Daher können Inhalte der Fächer, die früh lösen laufenden störende Kräfte mehr als Inhalt der Fächer unterliegen, die spät lösen. Zelle Fraktionierung ermöglicht eine kostengünstige, technisch unkompliziert, effizient Fach-basierte Trennung der Zellinhalte unter Vermeidung der Notwendigkeit für teure Ausrüstung und Probe Exposition gegenüber rauen, störende Kräfte.
Im Falle der SBP importierten Substrat ist potenziell Apo Protein wieder eingeführt und regeneriert Holo-Protein während der Lyse, vor dem nachgeschalteten Chromatographie oder andere Reinigungstechniken. Einbeziehung von EDTA Chelator während Lyse stellt ein zusätzliches Hindernis, wo Metall Affinität als erster Schritt der Proteinreinigung nicht möglich ist, weil EDTA wird Metall aus dem Harz der Chromatographie Streifen und verhindern, dass Protein15verbindlich. Eine einfache und kostengünstige Lösung ist Zelle Fraktionierung von osmotischen Schock, wo differentielle Zentrifugation und gemeinsame Laborreagenzien ermöglichen die Ermittler, ausreichend Protein für Funktionsanalyse sorgfältig zu extrahieren. Osmotischen Schock Fraktionierung nutzt eine zweistufige Änderung der osmotischen Druck, zellulare Fächer zu trennen. Erstens ein hypertonen Puffer bewirkt, dass Zellen zu crenate wie Wasser jeder Zelle verlässt und zweitens ein hypotone Puffer bewirkt, Zellen Schwellen dass als Wasser wieder jede Zelle betritt. Sorgfältig kontrollieren, wie lange die Zellen anschwellen, können die äußeren Membranen selektiv (wegen der Anhäufung des osmotischen Drucks aus dem ankommenden Wasser), lysiert werden somit Entleeren ihren Inhalt in den Puffer. Erhaltung der inneren Membranen sorgt dafür, dass der zytoplasmatischen Inhalt in Spheroplasts bleibt und periplasmatischen Inhalt leicht durch Zentrifugation abgetrennt werden.
YfeA ist ein Polyspecific SBP binden, Eisen, Mangan und Zink-Atome16. Die relativen Anteile der eingearbeitete Metall nach Metall-Supplementierung während des Wachstums verändert werden kann, und untersucht wie z. B. durch Röntgen-Fluoreszenz am Argonne National Laboratory Advanced Photon Source16steht. Röntgenfluoreszenz ermöglicht die Ermittler schnell eine breite Versammlung von Metallen ohne Profil große oder Beugung Qualität Kristalle, und können sogar Daten aus Niederschlag oder proteinhaltige Proteinlösung aufzulesen.
Röntgen-Fluoreszenz kann schnell offenbaren unerwartete Ergebnisse wie in diesem Fall die primäre YfeA Substrat wird Zink und nicht die dokumentierten physiologischen Substraten Eisen oder Mangan16. Wenn vor Röntgen Streuung Datensammlung verwendet, kann Röntgenfluoreszenz die Ermittler in experimentellen Design, informieren wie die Metall Energie Kante(n) für anomale Röntgen Streuung Datenerhebung zu verwenden. Ebenso nützlich wie die Bestimmung die relativen Fülle von Metall, Röntgenfluoreszenz kann auch feststellen, ob eine Metall fehlt in einer Probe bietet eine schnelle Methode der Trennung von Kristallen, Apo Protein von Holo-Protein enthält, und die Schätzung Metall, Signalstärke ohne zeitraubende Datenverarbeitung. Bei der Ermittlung einer Probe mit einem starken Metall Signal, kann die genaue Wellenlänge für anomale Röntgen Streuung Datenerfassung verwenden durch Multiple-Wellenlänge anomalen Dispersion (MAD) Scan ermittelt werden.
Dieses ausführliche Protokoll soll helfen neue Experimentatoren erfolgreich durchzuführen Zelle Fraktionierung und effektive Nutzung von Synchrotronstrahlung Strahlrohr Hardware Profil total Metallgehalt und die Untersuchung von Metall-bindende Proteine.
Zelle Fraktionierung ist ein nützliches Tool für speziell sondieren die Inhaltsstoffe des zellulären Kompartiments und kann als ein nützliches Werkzeug zum Extrahieren von kleinen Molekülen wie Metall-Atome sowie Makromoleküle wie Proteine dienen. Es ist erwähnenswert, dass Zelle Fraktionierung ist keine absolute Technik und kann ohne besondere Aufmerksamkeit zu mischen/Wiederfreisetzung, Inkubationstemperatur und Inkubationszeit fehleranfällig. Unvollständige mischen kann minimal häutigen lyse und somit vernachlässigbar Fraktionierung, Fraktionierung bei Raumtemperatur kann dazu führen, dass schnelle lyse der beiden Membranen Verunreinigung von den periplasmatischen Bruch mit zytoplasmatischen Inhalt, wodurch und längere Inkubationszeiten können auch übermäßige lyse und damit Bruchteil Kontamination führen. Ein vernünftiger Kompromiss für effiziente und relativ vollständige äußere Membran lyse (unter Beibehaltung der inneren Membran) zu erreichen ist 20 Minuten Inkubation auf Eis in der hypotone Fraktionierung Puffer. Ein weiterer Aspekt ist die Methode der Extraktion, wo harte Extraktion durch Schütteln oder Wirbel beeinträchtigen die Qualität des Extraktes wie Proteinaggregation verursacht. Es wird empfohlen, wie z. B. mit Spachtel, Inversion oder Absaugen mit Pipette weiterhin qualitativ hochwertiges Material für nachgelagerte Analyse vorsichtig mischen. Reinigung von präparativen Zelle Fraktionierung kann mit variabler Wirkungsgraden auftreten, wie Abbildung 1zeigt. In einem Experiment begann YfeA als 8 % von den extrahierten periplasmatischen Inhalt (Abbildung 1), während in einem anderen Experiment begann YfeA als 17 % der periplasmatischen Inhalte (Abbildung 1). Diese Differenzen können aus mehreren Gründen wie Variable Expressivität Bedingungen (Hinzufügen von EDTA, die Wachstumsmedien steigern Expression von Genen, die durch Hunger Mechanismen wie Fell Verordnung des Veranstalters Yfe geregelt), wiederholte Verwendung eingefroren permanente Aktien und menschliches Versagen. Anstatt die Inkubationszeiten einstellen, empfiehlt es sich, die Vorbereitung skalieren. Reinigung von Periplasma Bruchteil wird empfohlen, einen linearen Farbverlauf Elution aus dem Anion Austausch chromatographische Schritt. Ein Schritt Gradienten Elution ist eine Elution Strategie nutzt diskret und abrupte Änderungen in der Zusammensetzung der mobilen Phase (i.e., 0 mM NaCl, 50 mM NaCl, 150 mM NaCl, etc..). Ein linearer Farbverlauf Elution ist eine Elution-Strategie, die allmähliche Veränderung in Mobile verwendet phase Zusammensetzung (d. h. 0 mM NaCl, 5 mM NaCl, 10 mM NaCl, etc.). Ein Farbverlauf Schritt eignet sich zur Trennung von Molekülen, die unterschiedliche Affinitäten für die stationäre Phase haben, und einen linearen Farbverlauf Elution eignet sich für die Trennung von Molekülen, die ähnliche Affinitäten für die stationäre Phase haben. Bei Reinigung mit keine künstliche Reinigung-Tag (Verbesserung der Affinität für die stationäre Phase) von einem Zellkompartiment, die reich an einzigartigen Protein Arten Protein, empfiehlt einen linearen Farbverlauf Elution Proteine der zinsunabhängigen zu trennen, die haben Sie ähnliche Affinitäten, die stationäre Phase als das Protein des Interesses. Im Allgemeinen dürfte eine Ausbeute von 1-2 mg gereinigte Apo YfeA aus jedem Liter Kultur mit dem Ausdruck YfeA aus seiner endogenen Y. Pestis Promotor.
Röntgenfluoreszenz ist eine Technik, die es die Ermittler schnell Metallgehalt in einer Probe zu bestimmen ermöglicht, und den Prüfer über unerwartete Metall Aufnahme, die sonst unbekannten informieren. Obwohl EDTA in der hypertonen Fraktionierung Puffer lose verbundenen oder kostenlose Metall entfernen enthalten ist, kann YfeA, abgeleitet aus der Periplasma Fraktion einige Holo-Protein enthalten. Angesichts der Tatsache, dass Metall Transport ein dynamischer Prozess ist, vielleicht stammt die Holo-Protein-Inhalt aus YfeA, die noch nicht, seine Ladung zu YfeBCDE gespendet hat. Es ist erwähnenswert, dass Röntgenfluoreszenz nur insgesamt Metallgehalt misst und zeigt nicht an, wenn Metall in einem Kristallgitter bestellt, oder spezifisch an ein Protein gebunden. Um festzustellen, ob Metall ist in einem Kristallgitter angeordnet und/oder speziell an ein Eiweißmolekül gebunden, ist x-ray Scattering Datenerhebung und-Verarbeitung erforderlich. Dennoch ermöglicht Röntgenfluoreszenz für schnelle Probe Bewertung von metallischen Verunreinigungen und/oder passives Holo Protein Integration. Synchrotronstrahlung Zeit ist begrenzt und es ist nicht immer Zeit, um eine Strategie für das Sammeln von Röntgendaten Streuung auf jede Probe zu entwickeln, so Röntgenfluoreszenz ist eine wertvolle Technik zum screening viele Kristalle und Priorisierung für die Proben Röntgen Streuung der Daten sollten erfasst werden. Darüber hinaus ermöglicht die Röntgenfluoreszenz Datenerfassung aus Proben, die Röntgenstrahlen nicht beugen kann. Beim Sammeln von Fluoreszenz Röntgendaten, zeitweise das Signal ist sehr schwach und die daraus resultierende Spektren uninformativ. Um die Signalstärke zu verbessern, entweder für Röntgen-Fluoreszenz oder MAD scannen, sollten Sie erhöhen die Belichtungszeit und/oder Verringerung der x-ray beam Dämpfung. Wenn eine Probe für die x-ray Streuung Datenerhebung erkannt wird, empfiehlt es sich, sammeln Röntgendaten Streuung an einem anderen Teil der Probe als was für Röntgenfluoreszenz und MAD Scannen zu Strahlenschäden zu minimieren, verbessern die Qualität der Daten verwendet wurde Sammlung, und minimieren mögliche Reduzierung der anomale Signal.
Erkennung von radioaktiven Tracern erfordert nanomolaren Mengen von Material oder weniger, und die Verwendung von diese Tracer als molekulare Tracking-Agenten bietet eine einfache und hochempfindliche Methode der Erforschung zellulärer Prozesse. Die oben beschriebene Radiometal-Assay kann zur total Metall Aufnahme, Verteilung über die zellulären Kompartimenten sowie Tarife der Aufnahme herangezogen werden. In der Tat erfordert jeder Datenpunkt Zeit eine 40-minütige Fraktionierung; wie jeden Zeitpunkt erreicht ist, sind Zellen jedoch sofort pelleted und in hohen Salz Puffer (Abbildung 5Schritt 1) inkubiert. Radiometal Messungen der Medien, der ausrangierte hohe Salz-Puffer (Abbildung 5Schritt 1) und der periplasmatischen und zytoplasmatischen Fraktionen nach (Abbildung 5Schritt 3) zeigen, dass die hohen Salz Puffer Inkubation alle erfolgreich entfernt verbleibenden ungebunden frei Metall, das blieb nach der ersten Zentrifugation nach erreichen des Zeit-Punkts. Die ersten Zentrifugation entfernt die meisten (bis zu 80 %) die ungebunden Metall und der Zentrifugierung nach Inkubation im hohen Salz Puffer auch noch ungebunden frei Zusatzmetall entfernt. Anhaltende ungebunden frei Metall wird voraussichtlich nicht wesentlich beeinflussen Metall Transport während der 40-minütigen Fraktionierung. Der Einfluss der 40-minütigen Fraktionierung auf intrazellulären Metall Transport ist ein weiterer Aspekt für umsichtige Dateninterpretation. Nahezu tritt das gesamte Fraktionierung Protokoll über Eis, abgesehen von den 30 zweite Zentrifugation zwischen den einzelnen Schritten. Metall-Transportzeit Kurs Experimente angegeben haben, dass Zellen bei 4 ° C Aufrechterhaltung Metall Transport20,21,22 hebt; Daher, da die Experimente erfolgt über Eis, die 40-minütige Fraktionierung voraussichtlich nicht Metall Stufen in das Periplasma Zytoplasma deutlich erweitern und Metall Ebenen sollen repräsentativ für die Zeitpunkte werden bei dem die Zellen wurden zunächst centrifugalized.
Bestimmung der relativen Aufnahme in verschiedenen zellulären Kompartimenten kann helfen XFS Daten informieren, bestätigen die physiologische Natur eines Substrats sowie die Ermittler weiter untersuchen die molekularen Details eines Mechanismus zu aktivieren. Z. B. Zugabe von genetischen Mutagenese, Radiometal Aufnahme Experimente bietet eine direkte Methode, um wichtige funktionale Rückstände zu verstärken oder Moleküle beteiligt Substrattransport. Vorteile von Radiometal Aufnahme Experimenten und Analysen sind schnelle Wende, hoher Durchsatz und hohe Reproduzierbarkeit Parallelisierung von Experimenten, die Wachstumsbedingungen und genetischen Konstrukte zu vergleichen.
The authors have nothing to disclose.
Auch bei GM/CA@APS, Daten, die im ganzen oder in Teilen mit Bundesmitteln aus dem National Cancer Institute (ACB-12002) und das National Institute of General Medical Sciences (AGM-12006) finanziert wurde. Diese Forschung verwendeten Ressourcen der Advanced Photon Source (APS), eine US-Department of Energy (DOE) Büro der Wissenschaft Benutzer Anlage betrieben für das DOE Office of Science vom Argonne National Laboratory unter Vertragsnr. DE-AC02-06CH11357. Verwendung von Advanced Photon Source wurde unterstützt vom U. S. Department of Energy, Office of Science, Büro von Energie Grundlagenwissenschaften, unter Vertragsnr. W-31-109-DEU-38.
Wir würden gerne die UAB Comprehensive Cancer Center – Mass Spectrometry/Proteomics geteilt Facility (P30CA13148-38) anerkennen, für ihre Unterstützung bei der Analyse der Massenspektrometrie.
C.D.R wurde durch ein Stipendium der University of Alabama in Birmingham Office of Diversity, Gerechtigkeit und Integration unterstützt. L.L.R. wurde von der Radiologie-Abteilung der University of Alabama in Birmingham unterstützt. Das Department of Energy, Office of Science-Isotop-Programm unterstützt 52Mn Produktion und A.V.F.M. unter DESC0015773 zu gewähren.
Chemicals | |||
Polyethylene glycol 4000, EMD Millipore | Fisher | M1097270100 | |
Ampicillin Sodium Salt (Crystalline Powder) | Fisher | BP1760-5 | |
AMRESCO M9 Medium Broth | Fisher | NC9688886 | |
Bis-Tris, Fisher BioReagents | Fisher | BP301-100 | |
Calcium Chloride Dihydrate (Certified ACS) | Fisher | C79-500 | |
Dextrose (D-Glucose) Anhydrous (Granular Powder/Certified ACS) | Fisher | D16-500 | |
Ethylenediaminetetraacetic Acid, Disodium Salt Dihydrate (Crystalline/Certified ACS) | Fisher | S311-100 | |
Fisher BioReagents Microbiology Media: LB Broth, Miller | Fisher | BP1426-500 | |
Magnesium Sulfate Heptahydrate (Crystalline/Certified ACS) | Fisher | M63-500 | |
Sodium Azide, White Powder | Fisher | BP922I-500 | |
Sodium Chloride (Crystalline/Certified ACS) | Fisher | S271-500 | |
Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous (Granular or Powder/Certified ACS) | Fisher | S374-500 | |
Tris Hydrochloride (Small White Flakes/Molecular Biology) | Fisher | BP153-500 | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Equipment | |||
Cryschem Plate | Hampton | HR3-158 | |
EMD Millipore Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Units | Fisher | UFC903024 | |
EMD Millipore Millex Sterile Syringe Filters: Durapore PVFD Membrane | Fisher | SLHV013SL | |
GE Healthcare HiLoad 26/600 Superdex 200 pg | Fisher | 28-9893-36 | |
GE Healthcare HiTrap IEX HP Prepacked Columns | Fisher | 17-1154-01 | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Cells | |||
Agilent Technologies BL21-CODON PLUS RIPL CELLS | Fisher | 230280 |