Summary

Identification des pièges extracellulaires Neutrophil dans paraffin-Embedded Feline Arterial Thrombi à l’aide de la microscopie à l’immunofluorescence

Published: March 29, 2020
doi:

Summary

Nous décrivons une méthode pour identifier les pièges extracellulaires neutrophiles (NET) dans le formaldéhyde-fixe et paraffin-intégré thrombi cardiogénique félin utilisant la récupération d’antigène induite par la chaleur et un protocole d’immunolabeling double.

Abstract

Les pièges extracellulaires neutrophiles (NET), composés d’ADN sans cellules (CFDNA) et de protéines comme les histones et l’élastase neutrophile (NE), sont libérés par les neutrophiles en réponse à une inflammation systémique ou à des agents pathogènes. Bien qu’il ait déjà été démontré que les TTRO augmentent la formation de caillots et inhibent la fibrinolyse chez l’homme et les chiens, le rôle des NET chez les chats atteints de thromboembolisme artériel cardiogénique (CATE), une complication potentiellement mortelle secondaire à la cardiomyopathie hypertrophique , est inconnu. Une méthode normalisée pour identifier et quantifier les NET dans les thrombi artéraux cardiogéniques chez les chats fera progresser notre compréhension de leur rôle pathologique dans CATE. Ici, nous décrivons une technique pour identifier des NET dans les thrombi formaldéhyde-fixes et paraffin-incorporés dans la bifurcation aortique, extraite pendant l’autopsie. Après la deparaffinisation avec le xylène, les sections aortiques ont subi la récupération indirecte d’antigène thermique-induite. Les sections ont ensuite été bloquées, perméabilisées, et les NET ex vivo ont été identifiés par la colocalisation de l’ADN sans cellule (CFDNA), de l’histone H3 (citH3) et de l’élastase neutrophile (NE) utilisant la microscopie d’immunofluorescence. Pour optimiser l’immunodétection des NET dans thrombi, l’autofluorescence des éléments tissulaires a été limitée en utilisant un processus d’étanchéité de l’autofluorescence avant la microscopie. Cette technique pourrait être un outil utile pour étudier les TNI et la thrombose chez d’autres espèces et offre de nouvelles perspectives sur la pathophysiologie de cette condition complexe.

Introduction

Les chats atteints de cardiomyopathie hypertrophique sont à risque de complications thromboemboliques potentiellement mortelles1,2. En dépit de la morbidité et de la mortalité élevées liées au thromboembolism artériel cardiogénique félin (CATE), la pathophysiologie sous-jacente de CATE chez les chats est mal comprise. Il existe également des outils diagnostiques et thérapeutiques limités pour traiter et identifier les chats à risque de cette condition dévastatrice3.

En plus de son rôle dans l’immunité innée, il a été démontré que les neutrophiles jouent un rôle dans la thrombose en libérant des pièges extracellulaires neutrophiles (NET), qui sont des réseaux web d’ADN sans cellules (CFDNA) incrustés d’histones et de protéines granulaires comme le neutrophile elastase (NE) et le myeloperoxidase. Les neutrophiles subissent la formation de NETs en réponse à l’inflammation systémique, la rencontre directe avec des agents pathogènes, et l’interaction avec les plaquettes activées4,5,6,7. Chez les chiens, l’ADN dérivé du neutrophile a été montré pour inhiber la lyse de caillot, tandis que les protéines NET accélèrent la formation de caillots. La capacité des NET à piéger les cellules circulantes et les composants de coagulation est également la clé de leurs propriétés thrombogéniques8,9,10,11,12.

Les NET sont détectés par colocalisation des protéines neutrophiles extracellulaires, des histones, et de l’ADNC. Pour cette raison, l’identification et la quantification des NET dans les tissus fixes par immunofluorescence des tissus déparaffinisés est supérieure à l’hématoxyline traditionnelle et la tache d’éosine (H et E) utilisant la microscopie de champ lumineux4,5. Plusieurs études humaines utilisant la microscopie d’immunofluorescence ont identifié des NET comme composants structurels de thrombi coronaires, thrombi de course cérébrale, atherothrombose, et thrombi veineux13,14,15,16,17. À ce jour, aucune méthode normalisée permettant de détecter et de quantifier les TNN dans les thrombi félins n’a pas été décrite. Puisque l’identification des NET dans les thrombi artérogènes cardiogéniques félins peut faciliter la recherche translationnelle future dans les NET et la thrombose, nous décrivons des techniques d’identification et d’évaluation de NET dans les thrombi artériels paraffine-embeddeds chez les chats.

Protocol

Toutes les méthodes décrites ici ont été effectuées conformément aux lignes directrices du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Université de Californie à Davis. Des nécropsies et des biopsies des tissus ont été effectuées avec le consentement des propriétaires. 1. Fixation des tissus, intégration et sectionnement Disséquer la bifurcation aortique, y compris l’aorte descendante, l’artère fémorale, et les artères iliaques communes…

Representative Results

Utilisant ce protocole pour la deparaffinisation, la récupération d’antigène induite par la chaleur, et le double immunolabeling des thrombi paraffines-incorporées, nous avons identifié des NET dans le CATE félin pour la première fois. Thrombi dans la bifurcation aortique ont été localisés par microscopie de fluorescence et microscopie de champ lumineux utilisant la coloration standard de H et E et la microscopie de contraste de phase. Sur la microscopie de champ lumineux, les thrombi artériels félins se co…

Discussion

Nous décrivons un protocole pour identifier des NET dans les thrombi artérogènes cardiogéniques félins fixes utilisant un protocole d’immunolabeling double et la microscopie d’immunofluorescence. Bien que seulement les thrombi artérogènes cardiogéniques aient été tachés, en théorie ce protocole pourrait être employé pour d’autres types de thrombi et dans d’autres espèces vétérinaires. L’identification des NET dans les thrombi artériels félins suggère que les TN peuvent jouer un rôle dans la…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

L’étude a été soutenue par des fonds de l’Université de Californie, Davis, Center for Companion Animal Health (CCAH 2018-30-F). Les auteurs aimeraient remercier le Dr Kevin Woolard pour l’utilisation du microscope à fluorescence.

Materials

4,6-Diamidino-2-phenylin (DAPI) Life Technologies Corporation D1306
Alexa Fluor 594 Streptavidin conjugate ThermoFisher Scientific Catalog # S11227
Anti-citrullinated histone H3 antibody Abcam Ab5103
EVOS FL Cell Imaging System ThermoFisher Scientific AMEFC4300
EVOS Imaging System Objective 10x ThermoFisher Scientific AMEP4681 NA 0.25, WD 6.9/7.45 mm
EVOS Imaging System Objective 20x ThermoFisher Scientific AMEP4682 NA 0.40, WD 6.8 mm
EVOS Imaging System Objective 40x ThermoFisher Scientific AMEP4699 NA 0.75, WD 0.72 mm
Goat anti-rabbit Alexa Fluor 488 antibody ThermoFisher Scientific Catalog # A32723
Goat serum Jackson Immuno Research Labs Catalog # NC9660079. Manufacturer Part # 005-000-121
Neutrophil elastase antibody Bioss Antibodies Bs-6982R-Biotin Rabbit polyclonal Antibody, Biotin conjugated
NP40 Pierce Product # 28324. Lot # EJ64292
Positive charged microscope slides Thomas Scientific Manufacturer No. 1354W-72
Rabbit serum Life Technology Catalog # 10510
Target Retrieval Solution Agilent Dako S2367 TRIS/EDTA, pH 9 (10x)
TrueVIEW Autofluorescence Quenching Kit Vector Laboratories SP-8400

Referências

  1. Maron, B. J., Fox, P. R. Hypertrophic cardiomyopathy in man and cats. Journal of Veterinary Cardiology: The Official Journal of the European Society of Veterinary Cardiology. 17, 6-9 (2015).
  2. Payne, J. R., et al. Prognostic indicators in cats with hypertrophic cardiomyopathy. Journal of Veterinary Internal Medicine. 27 (6), 1427-1436 (2013).
  3. Borgeat, K., Wright, J., Garrod, O., Payne, J. R., Fuentes, V. L. Arterial Thromboembolism in 250 Cats in General Practice: 2004-2012. Journal of Veterinary Internal Medicine. 28 (1), 102-108 (2014).
  4. Brinkmann, V., Zychlinsky, A. Beneficial suicide: why neutrophils die to make NETs. Nature Reviews. Microbiology. 5 (8), 577-582 (2007).
  5. Goggs, R., Jeffery, U., LeVine, D. N., Li, R. H. L. Neutrophil-extracellular traps, cell-free DNA and immunothrombosis in companion animals: A review. Veterinary Pathology. , 300985819861721 (2019).
  6. de Boer, O. J., Li, X., Goebel, H., van der Wal, A. C. Nuclear smears observed in H & E-stained thrombus sections are neutrophil extracellular traps. Journal of Clinical Pathology. 69 (2), 181-182 (2016).
  7. Li, R., Tablin, F. A Comparative Review of Neutrophil Extracellular Traps in Sepsis. Frontiers in Veterinary Sciences. 5 (291), (2018).
  8. Borissoff, J. I., et al. Elevated levels of circulating DNA and chromatin are independently associated with severe coronary atherosclerosis and a prothrombotic state. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 33 (8), 2032-2040 (2013).
  9. Moschonas, I. C., Tselepis, A. D. The pathway of neutrophil extracellular traps towards atherosclerosis and thrombosis. Atherosclerosis. 288, 9-16 (2019).
  10. Perdomo, J., et al. Neutrophil activation and NETosis are the major drivers of thrombosis in heparin-induced thrombocytopenia. Nature Communications. 10 (1), 1322 (2019).
  11. Li, B., et al. Neutrophil extracellular traps enhance procoagulant activity in patients with oral squamous cell carcinoma. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology. 145 (7), 1695-1707 (2019).
  12. Li, R. H. L., Tablin, F. In Vitro Canine Neutrophil Extracellular Trap Formation: Dynamic and Quantitative Analysis by Fluorescence Microscopy. Journal of Visualized Experiments. (138), e58083 (2018).
  13. de Boer, O. J., Li, X., Goebel, H., van der Wal, A. C. Nuclear smears observed in H&E-stained thrombus sections are neutrophil extracellular traps. Journal of Clinical Pathology. 69 (2), 181-182 (2016).
  14. Farkas, &. #. 1. 9. 3. ;. Z., et al. Neutrophil extracellular traps in thrombi retrieved during interventional treatment of ischemic arterial diseases. Thrombosis Research. 175, 46-52 (2019).
  15. Qi, H., Yang, S., Zhang, L. Neutrophil Extracellular Traps and Endothelial Dysfunction in Atherosclerosis and Thrombosis. Frontiers in Immunology. 8, 928 (2017).
  16. Laridan, E., et al. Neutrophil extracellular traps in ischemic stroke thrombi. Annals of Neurology. 82 (2), 223-232 (2017).
  17. Laridan, E., Martinod, K., Meyer, S. F. D. Neutrophil Extracellular Traps in Arterial and Venous Thrombosis. Seminars in Thrombosis and Hemostasis. 45 (1), 86-93 (2019).
  18. Li, R. H. L., Johnson, L. R., Kohen, C., Tablin, F. A novel approach to identifying and quantifying neutrophil extracellular trap formation in septic dogs using immunofluorescence microscopy. BMC Veterinary Research. 14 (1), 210 (2018).
  19. Brinkmann, V., Abu Abed, U., Goosmann, C., Zychlinsky, A. Immunodetection of NETs in Paraffin-Embedded Tissue. Frontiers in Immunology. 7, 513 (2016).
  20. Moelans, C. B., Oostenrijk, D., Moons, M. J., van Diest, P. J. Formaldehyde substitute fixatives: effects on nucleic acid preservation. Journal of Clinical Pathology. 64 (11), 960-967 (2011).
  21. Rait, V. K., Xu, L., O’Leary, T. J., Mason, J. T. Modeling formalin fixation and antigen retrieval with bovine pancreatic RNase A II. Interrelationship of cross-linking, immunoreactivity, and heat treatment. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 84 (3), 300-306 (2004).
  22. Willingham, M. C. An alternative fixation-processing method for preembedding ultrastructural immunocytochemistry of cytoplasmic antigens: the GBS (glutaraldehyde-borohydride-saponin) procedure. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 31 (6), 791-798 (1983).
  23. Davis, A. S., et al. Characterizing and Diminishing Autofluorescence in Formalin-fixed Paraffin-embedded Human Respiratory Tissue. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 62 (6), 405-423 (2014).
  24. Banerjee, B., Miedema, B. E., Chandrasekhar, H. R. Role of basement membrane collagen and elastin in the autofluorescence spectra of the colon. Journal of Investigative Medicine: The Official Publication of the American Federation for Clinical Research. 47 (6), 326-332 (1999).
  25. Hirsch, R. E., Zukin, R. S., Nagel, R. L. Intrinsic fluorescence emission of intact oxy hemoglobins. Biochemical and Biophysical Research Communications. 93 (2), 432-439 (1980).
  26. Billinton, N., Knight, A. W. Seeing the wood through the trees: a review of techniques for distinguishing green fluorescent protein from endogenous autofluorescence. Analytical Biochemistry. 291 (2), 175-197 (2001).
  27. Mosiman, V. L., Patterson, B. K., Canterero, L., Goolsby, C. L. Reducing cellular autofluorescence in flow cytometry: an in-situ method. Cytometry. 30 (3), 151-156 (1997).
  28. Ducroux, C., et al. Thrombus Neutrophil Extracellular Traps Content Impair tPA-Induced Thrombolysis in Acute Ischemic Stroke. Stroke. 49 (3), 754-757 (2018).

Play Video

Citar este artigo
Duler, L., Nguyen, N., Ontiveros, E., Li, R. H. L. Identification of Neutrophil Extracellular Traps in Paraffin-Embedded Feline Arterial Thrombi using Immunofluorescence Microscopy. J. Vis. Exp. (157), e60834, doi:10.3791/60834 (2020).

View Video