Mesure de la force tétatanique isométrique maximale du muscle antérieur de Tibialis chez le rat

Summary

L’évaluation du rétablissement de moteur demeure la mesure de résultats de référence dans des études périphériques expérimentales de nerf. La mesure isométrique de force tétanique du muscle antérieur de tibialis chez le rat est un outil inestimable pour évaluer des résultats fonctionnels après reconstruction des défauts de nerf sciatique. Les méthodes et les nuances sont détaillées dans cet article.

Abstract

Les dommages traumatiques de nerf ont comme conséquence la perte fonctionnelle substantielle et les défauts segmentaires de nerf nécessitent souvent l’utilisation des greffes autologous de nerf d’interposition. En raison de leur disponibilité limitée et de la morbidité associée du côté donneur, de nombreuses études dans le domaine de la régénération nerveuse se concentrent sur des techniques alternatives pour combler un écart nerveux segmentaire. Afin d’étudier les résultats des options de traitement expérimental chirurgical ou pharmacologique, le modèle du nerf sciatique du rat est souvent utilisé comme essai biologique. Il existe une variété de mesures de résultats utilisées dans les modèles de rats pour déterminer l’étendue de la régénération nerveuse. La force de sortie maximale du muscle cible reste le résultat le plus pertinent pour la traduction clinique des thérapies expérimentales. La mesure isométrique de force de la contraction tétanique de muscle a été précédemment décrite comme technique reproductible et valide pour évaluer le rétablissement de moteur après des dommages ou la réparation de nerf dans des modèles de rat et de lapin. Dans cette vidéo, nous fournirons une instruction étape par étape de cette procédure inestimable pour l’évaluation de la récupération fonctionnelle du muscle antérieur de tibialis dans un modèle de défaut de nerf sciatique de rat utilisant des paramètres optimisés. Nous décrirons les préparations pré-chirurgicales nécessaires en plus de l’approche chirurgicale et de la dissection du nerf péronéal commun et du tendon antérieur de muscle de tibialis. La technique isométrique de mesure de la force tétanique sera détaillée. La détermination de la longueur musculaire optimale et de la fréquence d’impulsion de stimulus est expliquée et la mesure de la contraction maximale du muscle tétanoïque est démontrée.

Introduction

La perte de la fonction motrice à la suite d’une lésion nerveuse périphérique traumatique a un impact significatif sur la qualité de vie et le statut socio-économique des patients^1,2,3. Le pronostic de cette population patiente demeure pauvre en raison des améliorations minimales des techniques chirurgicales au cours des années^4. La réparation épinérale directe de bout en bout sans tension forme la reconstruction chirurgicale de référence. Cependant, dans les cas où les lacunes nerveuses sont prolongées, l’interposition d’une greffe de nerf autologue s’est avérée supérieure^5,6. La morbidité associée d’emplacement de distributeur et la disponibilité limitée des greffes de nerf autologue ont imposé le besoin de techniques alternatives^7,8.

Des modèles animaux expérimentaux ont été utilisés pour élucider le mécanisme de régénération des nerfs périphériques et pour évaluer les résultats d’une variété d’options de traitement reconstructif et pharmacologique^8,9. Le modèle du nerf sciatique du rat est le modèle animal le plus fréquemment utilisé¹⁰. Leur petite taille les rend faciles à manipuler et à loger. En raison de leur potentiel neurorégénératif superlatif, la diminution du temps entre l’intervention et l’évaluation des résultats peut entraîner des coûts relativement inférieurs^11,12. D’autres avantages de son utilisation comprennent des similitudes morphologiques avec les fibres nerveuses humaines et le nombre élevé d’études comparatives / historiques¹³. Bien que ce dernier point doive être abordé avec prudence, car une grande variété de mesures de résultats différentes entre les études rend difficile la comparaison des résultats^{14,15,16,17,18.}

Les mesures de résultats pour évaluer la régénération nerveuse vont de l’électrophysiologie à l’histomorphométrie, mais ces méthodes impliquent une corrélation mais ne mesurent pas nécessairement directement le retour de la fonction motrice^14,15. La régénération des fibres nerveuses peut ne pas faire les connexions appropriées qui peuvent provoquer une surestimation du nombre de connexions fonctionnelles^14,15,19,20. La mesure la meilleure et cliniquement la plus pertinente pour démontrer la réinnervation correcte des organes finaux reste l’évaluation de la fonction musculaire^21,22,23. La création d’outils d’évaluation de la fonction motrice pour les modèles animaux est toutefois un défi. Medinaceli et al. ont d’abord décrit l’analyse de la piste de marche, qui a depuis été la méthode la plus fréquemment utilisée pour évaluer la récupération fonctionnelle dans les études expérimentales sur les nerfs périphériques^{21,24, 25,26,27,28.} L’analyse de la piste de marche quantifie l’indice fonctionnel sciatique (IFS) sur la base de mesures des empreintes de pattes de rats marchants^21,29. Les limitations majeures de l’analyse de la piste de marche, telles que les contractures des orteils, l’automutilation, le maculage de l’impression et la faible corrélation avec d’autres mesures de réinnervation, ont nécessité l’utilisation d’autres paramètres pour la quantification de la récupération fonctionnelle^30,31.

Dans des études précédentes chez des rats Lewis³² et des lapins néo-zélandais^33,nous avons validé la mesure isométrique de la force tétanique (ITF) pour le muscle tibialis antérieur (TA) et démontré son efficacité dans l’évaluation de la récupération musculaire après différents types de réparation nerveuse^{34,35,36,37,38,39.} Le muscle TA est bien adapté en raison de sa taille relativement grande, de son innervation par la branche péronéale du nerf sciatique et de ses propriétés biochimiques bien élucidées^40,41,42,43. Lorsque la longueur musculaire (force de précharge) et les paramètres électriques sont optimisés, l’ITF offre une variabilité côte à côte de 4,4% et 7,5% chez les rats³² et les lapins^33,respectivement.

Cet article fournit un protocole détaillé de la mesure d’ITF dans le modèle de nerf sciatique de rat, y compris une description complète de la planification pré-chirurgicale nécessaire, de l’approche chirurgicale et de la dissection du nerf péronéal commun et du tendon distal de muscle de TA. En utilisant des valeurs prédéterminées pour l’intensité et la durée du stimulus, la longueur musculaire optimale et la fréquence de l’impulsion du stimulus seront définies. Grâce à ces quatre paramètres, l’ITF peut par la suite être mesuré de manière cohérente et précise.

Protocol

Toutes les interventions sur les animaux ont été effectuées avec l’approbation du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (IACUC A334818). 1. Étalonnage du transducteur de force Assurez-vous que l’ordinateur est correctement connecté au périphérique d’acquisition de données d’E/S (DAQ) multifonctionnel USB-6009, qui doit à son tour être connecté au transducteur de force.NOTA : D’autres souches et espèces de rats peuvent nécessite…

Representative Results

Cinq paramètres sont utilisés pour mesurer la mesure de l’ITF. Ceux-ci incluent la tension musculaire (force de précharge), l’intensité du stimulus (tension), la fréquence du stimulus pulse, la durée du stimulus de 0,4 ms et un retard de 2 ms. Avant de mesurer l’ITF, la tension musculaire optimale doit être déterminée à l’aide de deux contractions musculaires à contraction unique à une intensité de 2 V pendant le test de paramètre. Ces stimuli provoquent une dorsiflexion de la patte et produisent un…

Discussion

Ce protocole décrit une méthode préalablement validée pour l’acquisition de mesures ITF maximales précises du muscle TA dans le modèle de rat^32. La récupération de la force maximale après les traitements expérimentaux de reconstruction nerveuse est d’un intérêt primordial dans le cadre clinique car elle prouve que le nerf non seulement s’est régénéré, mais a également établi des connexions de travail avec le muscle cible. L’ITF peut être utilisé dans un modèle d’éca…

Materials

0.9% Sodium Chloride	Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA	G130203
1 mm Kirshner wires	Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ	N/A
Adson Tissue Forceps	ASSI, Westbury, NY, USA	MTK-6801226
Bipolar electrode cables	Grass Instrument, Quincy, MA	N/A
Bipolar stimulator device	Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA	N/A
Cotton-tip Applicators	Cardinal Health, Waukegan, IL, USA	C15055-006
Curved Mosquito forceps	ASSI, Westbury, NY, USA	MTK-1201112
Force Transducer MDB-2.5	Transducer Techniques, Temecula, CA	N/A
Gauze Sponges 4×4	Covidien, Mansfield, MA, USA	2733
Ground cable	Grass Instrument, Quincy, MA	N/A
Isoflurane chamber	N/A	N/A	Custom-made
Ketamine	Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ	42023-115-10
LabView Software	National Instruments, Austin, TX
Loop	N/A	N/A	Custom-made
Microsurgical curved forceps	ASSI, Westbury, NY, USA	JFA-5B
Microsurgical scissors	ASSI, Westbury, NY, USA	SAS-15R-8-18
Microsurgical straight forceps	ASSI, Westbury, NY, USA	JF-3
Retractor	ASSI, Westbury, NY, USA	AG-124426
Scalpel Blade No. 15	Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA	371115
Slim Body Skin Stapler	Covidien, Mansfield, MA, USA	8886803512
Subminiature electrode	Harvard Apparatus, Holliston, MA	N/A
Surgical Nerve Stimulator	Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA	9094
Terrell Isoflurane	Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA	H961J19A
Testing platform	N/A	N/A	Custom-made
Tetontomy Scissors	ASSI, Westbury, NY, USA	ASIM-187
Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch	Fisher Scientific, Waltham, MA, USA	S407992
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device	National Instruments, Austin, TX	779026-01
Vacuum Base Holder	Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal	N/A	Attached clamp is custom-made
Weight (10 g)	Denver Instruments, Denver, CO, USA	820010.4
Weight (20 g)	Denver Instruments, Denver, CO, USA	820020.4
Weight (50 g)	Denver Instruments, Denver, CO, USA	820050.4
Xylazine	Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada	1XYL002