Maksimal isometrisk stivkrampe kraftmåling af Tibialis-forreste muskel i rotten
Summary
Evaluering af motorgenvinding er fortsat benchmark resultatmålet i eksperimentelle perifere nerveundersøgelser. Den isometriske stivkrampe kraftmåling af tibialis forreste muskel i rotten er et uvurderligt værktøj til at vurdere funktionelle resultater efter rekonstruktion af iskiasnervedefekter. Metoderne og nuancerne er beskrevet i denne artikel.
Abstract
Traumatiske nerveskader resulterer i betydelige funktionelle tab og segmentale nervedefekter kræver ofte brug af autologe interposition nervetransplantationer. På grund af deres begrænsede tilgængelighed og tilhørende donor side sygelighed, mange undersøgelser inden for nerve regenerering fokus på alternative teknikker til at bygge bro over en segmental nerve hul. For at undersøge resultaterne af kirurgiske eller farmakologiske eksperimentelle behandlingsmuligheder, er rotte iskiasnerven model ofte bruges som en bioassay. Der er en række resultatmålinger, der anvendes i rottemodeller til at bestemme omfanget af nerve regenerering. Målmusklens maksimale outputkraft er fortsat det mest relevante resultat for klinisk oversættelse af eksperimentelle behandlinger. Isometrisk kraftmåling af stivkrampe muskelsammentrækning er tidligere blevet beskrevet som en reproducerbar og gyldig teknik til evaluering af motorgenvinding efter nerveskade eller reparation i både rotte- og kaninmodeller. I denne video vil vi give en trinvis instruktion af denne uvurderlige procedure for vurdering af funktionel genopretning af tibialis forreste muskel i en rotte iskiasnervedefektmodel ved hjælp af optimerede parametre. Vi vil beskrive de nødvendige præ-kirurgiske præparater ud over den kirurgiske tilgang og dissektion af den fælles peroneal nerve og tibialis forreste muskel senen. Den isometriske stivkrampe kraftmålingsteknik vil blive detaljeret. Bestemmelse af den optimale muskellængde og stimulus pulsfrekvens forklares, og måling af den maksimale stivkrampe muskelsammentrækning demonstreres.
Introduction
Tab af motorisk funktion efter traumatisk perifer nerveskade har en betydelig indvirkning på livskvaliteten og den socioøkonomiske status for patienter1,2,3. Prognosen for denne patientpopulation forbliver dårlig på grund af minimale forbedringer i kirurgiske teknikker gennem årene4. Direkte end-to-end spændingsfri epineural reparation danner guldstandard kirurgisk rekonstruktion. Men i tilfælde med udvidet nerve huller interposition af en autolog nervetransplantation har vist sig at være overlegen5,6. Den tilhørende donor site sygelighed og begrænset tilgængelighed af autologe nervetransplantationer har pålagt behovet for alternative teknikker7,8.
Eksperimentelle dyremodeller er blevet brugt til at belyse mekanismen for perifer nervegendannelse og til at evaluere resultaterne af en række rekonstruktive og farmakologiske behandlingsmuligheder8,9. Rotte iskiasnerven model er den hyppigst anvendte dyr model10. Deres lille størrelse gør dem nemme at håndtere og hus. På grund af deres superlative neuroregenerative potentiale kan den formindskede tid mellem intervention og evaluering af resultater resultere i relativt lavere omkostninger11,12. Andre fordele ved dets anvendelse omfatter morfologiske ligheder med menneskelige nervefibre og det høje antal sammenlignende / historiske undersøgelser13. Selv om sidstnævnte bør gribes forsigtigt an, gør det, da en lang række forskellige resultatmål mellem undersøgelserne gør det vanskeligt at sammenligne resultater14,15,16,17,18.
Resultatforanstaltninger til vurdering af nervegendannelse spænder fra elektrofysiologi til histomorfometrisk, men disse metoder indebærer en korrelation, men måler ikke nødvendigvis direkte tilbagevenden af motorfunktion14,15. Regenererende nervefibre kan ikke foretage passende forbindelser, som kan forårsage en overvurdering af antallet af funktionelle forbindelser14,15,19,20. Den bedste og klinisk mest relevante måling til påvisning af korrekt reinnervation af slutorganer er fortsat vurdering af muskelfunktion21,22,23. Det er dog en udfordring at skabe værktøjer til vurdering af motorfunktionen til dyremodeller. Medinaceli et al. beskrev først vandrestianalysen, som siden har været den hyppigst anvendte metode til at evaluere funktionel genopretning i eksperimentelle perifere nerveundersøgelser21,24,25,26,27,28. Analysen af vandrestien kvantificerer det iskiasfunktionelle indeks (SFI) baseret på målinger af poteaftryk fra vandrerotter21,29. Større begrænsninger i gangstianalysen, såsom kontrakturer, automutilation, udtværing af udskriften og dårlig korrelation med andre renervationsforanstaltninger, har nødvendiggjort brugen af andre parametre til kvantificering af funktionel genopretning30,31.
I tidligere undersøgelser i Lewis rotter32 og New Zealand kaniner33, vi valideret den isometriske stivkrampe kraft (ITF) måling for tibialis forreste (TA) muskel og demonstreret dens effektivitet i evalueringen af muskel opsving efter forskellige typer af nerve reparation34,35,36,37,38,39. TA-musklen er velegnet på grund af dens relativt store størrelse, innervation af den peroneale gren af iskiasnerven og velforlyste biokemiske egenskaber40,41,42,43. Når muskellængde (preload force) og elektriske parametre er optimeret, giver ITF en side-til-side variation på henholdsvis 4,4% og 7,5% hos rotter32 og kaniner33.
Denne artikel giver en detaljeret protokol over ITF måling i rotte iskiasnerven model, herunder en grundig beskrivelse af den nødvendige præ-kirurgisk planlægning, kirurgisk tilgang og dissektion af den fælles peroneal nerve og distale TA muskel senen. Ved hjælp af forudbestemte værdier for stimulusintensiteten og varigheden defineres den optimale muskellængde og stimuluspulsfrekvens. Med disse fire parametre kan ITF efterfølgende måles konsekvent og præcist.
Protocol
Representative Results
Discussion
Denne protokol beskriver en tidligere valideret metode til anskaffelse af nøjagtige maksimale ITF-målinger af TA-musklen i rottemodellen32. Inddrivelsen af maksimal styrke efter eksperimentelle nerverekonstruktionsbehandlinger er af primær interesse i de kliniske omgivelser, da det beviser, at nerven ikke kun regenererede, men også lavede arbejdsforbindelser med målmusklen. ITF kan bruges i en lille nervegabmodel, såsom rotte iskiasnerven model32, og med et par ændri…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Forskning rapporteret i denne publikation blev støttet af National Institute of Neurological Disorders and Stroke fra National Institutes of Health under Award Number RO1 NS 102360. Indholdet er udelukkende forfatternes ansvar og repræsenterer ikke nødvendigvis de nationale sundhedsinstitutters officielle synspunkter.
Materials
| 0.9% Sodium Chloride | Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA | G130203 | |
| 1 mm Kirshner wires | Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ | N/A | |
| Adson Tissue Forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-6801226 | |
| Bipolar electrode cables | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Bipolar stimulator device | Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Cotton-tip Applicators | Cardinal Health, Waukegan, IL, USA | C15055-006 | |
| Curved Mosquito forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-1201112 | |
| Force Transducer MDB-2.5 | Transducer Techniques, Temecula, CA | N/A | |
| Gauze Sponges 4×4 | Covidien, Mansfield, MA, USA | 2733 | |
| Ground cable | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Isoflurane chamber | N/A | N/A | Custom-made |
| Ketamine | Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ | 42023-115-10 | |
| LabView Software | National Instruments, Austin, TX | ||
| Loop | N/A | N/A | Custom-made |
| Microsurgical curved forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JFA-5B | |
| Microsurgical scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | SAS-15R-8-18 | |
| Microsurgical straight forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JF-3 | |
| Retractor | ASSI, Westbury, NY, USA | AG-124426 | |
| Scalpel Blade No. 15 | Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA | 371115 | |
| Slim Body Skin Stapler | Covidien, Mansfield, MA, USA | 8886803512 | |
| Subminiature electrode | Harvard Apparatus, Holliston, MA | N/A | |
| Surgical Nerve Stimulator | Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA | 9094 | |
| Terrell Isoflurane | Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA | H961J19A | |
| Testing platform | N/A | N/A | Custom-made |
| Tetontomy Scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | ASIM-187 | |
| Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | S407992 | |
| USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device | National Instruments, Austin, TX | 779026-01 | |
| Vacuum Base Holder | Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal | N/A | Attached clamp is custom-made |
| Weight (10 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820010.4 | |
| Weight (20 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820020.4 | |
| Weight (50 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820050.4 | |
| Xylazine | Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada | 1XYL002 |
Referências
- Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
- Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
- Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
- Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
- Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
- Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
- Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
- Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
- Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
- Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
- Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
- Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
- Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
- Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
- Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
- Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
- Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
- Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
- Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
- Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the “de Medinaceli” and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
- de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
- Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
- Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
- Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
- Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
- Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
- Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
- Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), (2019).
- Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
- Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
- Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
- Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
- Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
- Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
- Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
- Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
- Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
- Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
- Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
- Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
- Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
- Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
- Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
- Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
- Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
- Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
- Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
- Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
- Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
- Paul, R. J., Sperelakis, N. . Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). , 801-821 (2012).
