쥐의 티비아리스 전방 근육의 최대 동면 성 파타닉 힘 측정
Summary
모터 회복의 평가는 실험적인 말초 신경 연구에서 벤치마크 결과 측정으로 남아 있습니다. 쥐의 티볼리스 전방 근육의 동면 파탄력 측정은 경련성 신경 결함의 재구성 후 기능적 결과를 평가하는 귀중한 도구입니다. 방법과 뉘앙스는이 문서에 자세히 설명되어 있습니다.
Abstract
외상성 신경 상해는 상당한 기능적인 손실 귀착되고 세그먼트 신경 결함은 수시로 자가 간 신경 이식의 사용을 필요로 합니다. 그들의 제한된 가용성 및 관련 기증자 측 이환율 때문에, 신경 재생 의 필드에 있는 많은 연구 결과는 세그먼트 신경 격차를 다리를 내기 위하여 대체 기술에 집중합니다. 외과 또는 약리학적 실험 치료 옵션의 결과를 조사하기 위해 쥐 시차 신경 모델은 종종 생체 분석으로 사용됩니다. 쥐 모델에는 신경 재생의 정도를 결정하는 다양한 결과 측정이 있습니다. 대상 근육의 최대 출력 력은 실험 요법의 임상 번역을 위한 가장 관련성이 높은 결과로 남아 있습니다. 파상성 근육 수축의 동급력 측정은 이전에 쥐와 토끼 모델 모두에서 신경 부상 또는 수리 후 모터 회복을 평가하기위한 재현 가능하고 유효한 기술로 설명되었습니다. 이 비디오에서는 최적화된 매개 변수를 사용하여 쥐 좌골 신경 결함 모델에서 티비알리스 전방 근육의 기능적 회복을 평가하는 이 귀중한 절차의 단계별 지침을 제공할 것입니다. 우리는 일반적인 관상 신경 및 티볼리스 전방 근육 힘줄의 외과 접근 그리고 해부 이외에 필요한 외과 전 준비를 설명할 것입니다. 등대식 파탄력 측정 기법이 상세합니다. 최적의 근육 길이 와 자극 펄스 주파수를 결정하고 최대 파상풍 근육 수축을 측정하는 것이 입증된다.
Introduction
외상성 말초 신경 손상에 따른 운동 기능의 상실은 환자의 삶의 질과 사회경제적 상태에 큰 영향을 미친다1,2,3. 이 참을성 있는 인구의 예후는4년 동안 외과 기술에 있는 최소한의 개선 때문에 가난한 남아 있습니다. 직접 엔드 투 엔드 장력 없는 상신성 수리금 은제 수술 재건을 형성합니다. 그러나, 자가 신경 이식의 확장된 신경 간격 의 상호 처리가 있는 경우에우수한것으로 입증되었습니다5,6. 관련 기증자 부위 이환율 및 자가 신경 이식의 제한된 가용성은 대체 기술에 대한 필요성을부과했다7,8.
실험적인 동물 모델은 말초 신경 재생의 메커니즘을 해명하고 다양한 재건 및 약리학적 치료 옵션의 결과를 평가하는 데 사용되어 왔다8,9. 쥐 상골 신경 모델은 가장 자주 사용되는 동물모델(10)이다. 그들의 작은 크기는 쉽게 처리하고 집을 수 있습니다. 그들의 최상급 신경 재생 잠재력으로 인해, 결과의 내정간섭 그리고 평가 사이 감소된 시간은 상대적으로 더 낮은 비용11,12귀착될 수 있습니다. 그 사용의 다른 장점은 인간 신경 섬유에 형태학적 유사성과 비교 / 역사적 연구의 높은 수를 포함한다13. 후자는 신중하게 접근해야하지만, 연구 사이의 다양한 결과 측정으로 결과14,15,16,17,18을비교하기가 어렵다.
신경 재생 범위를 평가하는 결과 측정은 전기생리학에서 히스토모홈에 이르기까지 다양하지만, 이러한 방법은 상관관계를 암시하지만 반드시 직접 운동기능(14,15)의반환을 측정하지는 않는다. 재생 신경 섬유기능 연결 의 수의 과대 평가를 일으킬 수있는 적절한 연결을하지 않을 수 있습니다14,15,19,20. 최종 장기의 올바른 재관전을 입증하기 위한 가장 우수하고 임상적으로 가장 관련성이 가장 좋은 측정은 근육기능(21,22,23)에대한 평가를 유지한다. 그러나 동물 모델에 대한 모터 기능 평가 도구를 만드는 것은 어려운 일입니다. Medinaceli 외. 먼저 실험적인 말초 신경 연구에서 기능적 회복을 평가하는 가장 자주 사용되는 방법인 워킹 트랙 분석을 설명하였으며,21,24,25,26,27, 28. 보행 트랙 분석은 걷는 쥐21,29에서발자국의 측정을 기반으로 좌골 기능 지수 (SFI)를 정량화한다. 발가락 수축, 자동 절단, 인쇄의 번짐 및 다른 재관전 측정과 의 상관 관계가 좋지 않은 것과 같은 보행 트랙 분석의 주요 한계는 기능적회복(30)및31의정량화를 위한 다른 파라미터의 사용을 필요로 한다.
루이스쥐(32)와 뉴질랜드 토끼(33)의 이전 연구에서, 우리는 티비알리스 전방(TA) 근육에 대한 등도성 파상력(ITF) 측정을 검증하고 신경 수리34,35,36,37,38,39의다양한 유형의 신경 회복 후 근육 회복평가에서 그 효과를 입증하였다. TA 근육은 상대적으로 큰 크기 때문에 잘 적합, sciatic 신경의 연속 적 분지및 잘 해명 생화 확성 특성에 의해 내부40,41,42,43. 근육 길이(preload force) 및 전기 파라미터가 최적화되면 ITF는쥐(32)와 토끼(33)에서각각 4.4%와 7.5%의 좌우 가변성을 제공한다.
이 문서는 쥐 강차 신경 모델에서 ITF 측정의 상세한 프로토콜을 제공합니다, 필요한 사전 수술 계획의 철저한 설명을 포함, 수술 접근 및 일반적인 관상 신경및 해부 TA 근육 힘줄. 자극 강도 및 지속 시간에 미리 정해진 값을 사용하여 최적의 근육 길이 및 자극 펄스 주파수가 정의됩니다. 이 네 가지 매개 변수를 사용하면 ITF를 일관되고 정확하게 측정할 수 있습니다.
Protocol
모든 동물 절차는 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC A334818)의 승인을 받아 수행되었습니다. 1. 힘 변환기의 교정 컴퓨터가 USB-6009 다기능 I/O 데이터 수집(DAQ) 장치에 제대로 연결되어 있는지 확인하여 힘 변환기에 연결해야 합니다.참고: 다른 쥐 균주 및 종은 더 높은 힘이 44로예상되기 때문에 다른 로드 셀 힘 트랜스듀서가 필요할 수 있다. <li…
Representative Results
ITF 측정을 측정하는 데 5개의 매개 변수가 사용됩니다. 여기에는 근육 장력(preload force), 자극 강도(전압), 자극 펄스 주파수, 0.4 ms의 자극 지속 시간 및 2ms의 지연이 포함됩니다. ITF를 측정하기 전에, 최적의 근육 장력은 파라미터 테스트 중에 2V의 강도에서 두 개의 단일 트위치 근육 수축을 사용하여 결정되어야 한다. 이러한 자극은 발의 등등 플렉시션을 유발하고VI(도 5)에서…
Discussion
이 프로토콜은 쥐모델(32)에서TA 근육의 정확한 최대 ITF 측정값을 획득하기 위한 이전에 검증된 방법을 설명합니다. 실험신경 재건 치료 후 최대 강도의 회복은 신경이 재생뿐만 아니라 대상 근육과 작업 연결을 했다는 것을 증명하기 때문에 임상 설정에 대한 주요 관심사입니다. ITF는 쥐 상골 신경모델(32)과같은 작은 신경 갭 모델에서 사용될 수 있으며, 프로토…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 간행물에 보고된 연구는 상 번호 RO1 NS 102360의 밑에 건강의 국가 학회의 신경장애 그리고 치기의 국가 학회에 의해 지원되었습니다. 이 내용은 전적으로 저자의 책임이며 반드시 국립 보건원의 공식 견해를 나타내는 것은 아닙니다.
Materials
| 0.9% Sodium Chloride | Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA | G130203 | |
| 1 mm Kirshner wires | Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ | N/A | |
| Adson Tissue Forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-6801226 | |
| Bipolar electrode cables | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Bipolar stimulator device | Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Cotton-tip Applicators | Cardinal Health, Waukegan, IL, USA | C15055-006 | |
| Curved Mosquito forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-1201112 | |
| Force Transducer MDB-2.5 | Transducer Techniques, Temecula, CA | N/A | |
| Gauze Sponges 4×4 | Covidien, Mansfield, MA, USA | 2733 | |
| Ground cable | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
| Isoflurane chamber | N/A | N/A | Custom-made |
| Ketamine | Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ | 42023-115-10 | |
| LabView Software | National Instruments, Austin, TX | ||
| Loop | N/A | N/A | Custom-made |
| Microsurgical curved forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JFA-5B | |
| Microsurgical scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | SAS-15R-8-18 | |
| Microsurgical straight forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JF-3 | |
| Retractor | ASSI, Westbury, NY, USA | AG-124426 | |
| Scalpel Blade No. 15 | Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA | 371115 | |
| Slim Body Skin Stapler | Covidien, Mansfield, MA, USA | 8886803512 | |
| Subminiature electrode | Harvard Apparatus, Holliston, MA | N/A | |
| Surgical Nerve Stimulator | Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA | 9094 | |
| Terrell Isoflurane | Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA | H961J19A | |
| Testing platform | N/A | N/A | Custom-made |
| Tetontomy Scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | ASIM-187 | |
| Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | S407992 | |
| USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device | National Instruments, Austin, TX | 779026-01 | |
| Vacuum Base Holder | Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal | N/A | Attached clamp is custom-made |
| Weight (10 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820010.4 | |
| Weight (20 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820020.4 | |
| Weight (50 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820050.4 | |
| Xylazine | Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada | 1XYL002 |
Referências
- Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
- Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
- Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
- Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
- Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
- Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
- Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
- Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
- Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
- Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
- Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
- Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
- Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
- Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
- Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
- Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
- Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
- Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
- Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
- Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the “de Medinaceli” and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
- de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
- Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
- Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
- Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
- Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
- Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
- Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
- Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), (2019).
- Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
- Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
- Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
- Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
- Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
- Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
- Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
- Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
- Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
- Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
- Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
- Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
- Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
- Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
- Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
- Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
- Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
- Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
- Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
- Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
- Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
- Paul, R. J., Sperelakis, N. . Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). , 801-821 (2012).
Citar este artigo
Bedar, M., Saffari, T. M., Friedrich, P. F., Giusti, G., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat. J. Vis. Exp. (172), e61926, doi:10.3791/61926 (2021).