Summary

Maximal isotrisk stelkramp mätning av tibialis främre muskeln hos råtta

Published: June 26, 2021
doi:

Summary

Utvärdering av motorisk återhämtning förblir riktmärket resultatet åtgärd i experimentella perifera nerv studier. Den isometriska stelkramp kraft mätning av tibialis främre muskeln i råtta är ett ovärderligt verktyg för att bedöma funktionella resultat efter återuppbyggnad av ischias nerv defekter. Metoderna och nyanserna beskrivs i den här artikeln.

Abstract

Traumatiska nerv skador resulterar i betydande funktionella förlust och segmental nerv defekter kräver ofta användning av autolog interposition nerv ympkvistar. På grund av deras begränsade tillgänglighet och tillhörande donator sida sjuklighet, många studier inom området nerv regenerering fokuserar på alternativa tekniker för att överbrygga en segmental nerv gap. För att undersöka resultaten av kirurgiska eller farmakologiska experimentella behandlingsalternativ används råtta ischias nerv modell ofta som en bioassay. Det finns en mängd olika utfallsmätningar som används i råttmodeller för att bestämma omfattningen av nervregenerering. Den maximala utdatakraften hos målmuskeln är fortfarande det mest relevanta resultatet för klinisk översättning av experimentella terapier. Isometrisk kraftmätning av stelkramp muskelkontraktion har tidigare beskrivits som en reproducerbar och giltig teknik för att utvärdera motorisk återhämtning efter nervskada eller reparation i både råtta och kanin modeller. I den här videon kommer vi att ge en steg-för-steg-instruktion av detta ovärderliga förfarande för bedömning av funktionell återhämtning av tibialis främre muskeln i en råtta ischias nerv defekt modell med hjälp av optimerade parametrar. Vi kommer att beskriva de nödvändiga pre-kirurgiska preparat utöver kirurgiska tillvägagångssätt och dissekering av gemensamma peroneal nerv och tibialis främre muskel sena. Den isometriska tetaniska kraftmätningstekniken kommer att specificeras. Bestämning av optimal muskellängd och stimulanspulsfrekvens förklaras och mätning av maximal stelkramtisk muskelkontraktion påvisas.

Introduction

Förlust av motorisk funktion efter traumatisk perifera nerv skada har en betydande inverkan på livskvalitet och socioekonomisk status hos patienter1,2,3. Prognosen för denna patientpopulation är fortfarande dålig på grund av minimala förbättringar i kirurgiska tekniker under åren4. Direkt end-to-end spänning-fria epineural reparation bildar guld standard kirurgiska återuppbyggnad. Men i fall med utökade nerv luckor interposition av en autolog nerv moderplantor har visat sig vara överlägsen5,6. Den tillhörande donator webbplats sjuklighet och begränsad tillgänglighet av autolog nerv ympkvistar har infört behovet av alternativa tekniker7,8.

Experimentella djurmodeller har använts för att belysa mekanismen för perifer nervregenerering och för att utvärdera resultaten av en mängd rekonstruktiva och farmakologiska behandlingsalternativ8,9. Råtta ischias nerv modell är den vanligaste djurmodell10. Deras lilla storlek gör dem lätta att hantera och hysa. På grund av deras superlativa neuroregenerativa potential kan den minskade tiden mellan intervention och utvärdering av resultat resultera i relativt lägre kostnader11,12. Andra fördelar med dess användning inkluderar morfologiska likheter med mänskliga nervfibrer och det höga antalet jämförande / historiska studier13. Även om det senare bör närma sig försiktigt, eftersom en mängd olika utfallsmått mellan studier gör det svårt att jämföra resultat14,15,16,17,18.

Utfallsåtgärder för att bedöma nervregenerering sträcker sig från elektrofysiologi till histomorfologi, men dessa metoder innebär ett samband men mäter inte nödvändigtvis direkt återkomsten av motoriskfunktion 14,15. Regenererande nervfibrer kanske inte gör lämpliga anslutningar som kan orsaka en överskattning av antalet funktionella anslutningar14,15,19,20. Den bästa och kliniskt mest relevanta mätningen för att påvisa korrekt återinsättning av slutorgan förblir bedömning av muskelfunktion21,22,23. Att skapa motoriska funktionsbedömningsverktyg för djurmodeller är dock utmanande. Medinaceli et al. beskrev först vandringsspåranalysen, som sedan dess har varit den vanligaste metoden för att utvärdera funktionell återhämtning i experimentella periferanervstudier 21,24,25,26,27,28. Vandringsspåranalysen kvantifierar det ischiasfunktionella indexet (SFI) baserat på mätningar av tassavtryck från gångråttor21,29. Stora begränsningar av vandringsspåranalysen, såsom tåkontrakturer, automutilation, utstryk av trycket och dålig korrelation med andra åtgärder för återinsättning, har krävt användning av andra parametrar för kvantifiering av funktionellåterhämtning 30,31.

I tidigare studier på Lewis råttor32 och Nya Zeelandkaniner 33, validerade vi den isometriska tetaniska kraften (ITF) mätning för tibialis främre (TA) muskeln och visade dess effektivitet i utvärderingen av muskelåterhämtning efter olika typer av nerv reparation34,35,36,37,38,39. TA-muskeln är väl lämpad på grund av dess relativt stora storlek, innervation av den peroneala grenen av ischiasnerven och väl belyser biokemiska egenskaper40,41,42,43. När muskellängd (förbelastningskraft) och elektriska parametrar optimeras ger ITF en variabilitet från sida till sida på 4,4% respektive 7,5% hos råttor32 respektivekaniner 33.

Denna artikel ger ett detaljerat protokoll av ITF mätning i råtta ischias nerv modell, inklusive en grundlig beskrivning av den nödvändiga pre-surgical planering, kirurgiska tillvägagångssätt och dissekering av den gemensamma peroneal nerv och distala TA muskel sena. Med hjälp av förutbestämda värden för stimulansintensiteten och varaktigheten kommer den optimala muskellängden och stimulanspulsfrekvensen att definieras. Med dessa fyra parametrar kan ITF därefter mätas konsekvent och noggrant.

Protocol

Alla djurförsök utfördes med godkännande av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC A334818). 1. Kalibrering av kraftgivaren Kontrollera att datorn är korrekt ansluten till USB-6009 multifunktionella I/O-datainsamlingsenhet (DAQ), som i sin tur ska anslutas till kraftgivaren.OBS: Andra råttstammar och arter kan kräva en annan lastcellskraftgivare eftersom högre krafter kan förväntas 44. Fäst en anpassad klämma från en modi…

Representative Results

Fem parametrar används för att mäta ITF-mätningen. Dessa inkluderar muskelspänning (förbelastningskraft), stimulansintensitet (spänning), stimulanspulsfrekvens, stimulanstid på 0,4 ms och en fördröjning på 2 ms. Innan ITF mäts måste den optimala muskelspänningen bestämmas med hjälp av två muskelsammandragningar med en intensitet av 2 V under parametertestet. Dessa stimuli orsakar dorsiflexion av tassen och ger en utgångssignal på grafen i VI (Figur 5). Dessa enda ryckkurvo…

Discussion

Detta protokoll beskriver en tidigare validerad metod för att förvärva exakta maximala ITF mätningar av TA muskeln i råtta modell32. Återhämtning av maximal styrka efter experimentella nerv återuppbyggnad behandlingar är av primärt intresse i den kliniska inställningen eftersom det bevisar att nerven inte bara regenereras, men också gjorde fungerande anslutningar med målmuskeln. ITF kan användas i en liten nervgap modell, såsom råtta ischias nerv modell32, o…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forskning som rapporterades i denna publikation stöddes av National Institute of Neurological Disorders and Stroke of the National Institutes of Health under Award Number RO1 NS 102360. Innehållet är enbart författarnas ansvar och representerar inte nödvändigtvis de nationella hälsoinstitutens officiella åsikter.

Materials

0.9% Sodium Chloride Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA G130203
1 mm Kirshner wires Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ N/A
Adson Tissue Forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-6801226
Bipolar electrode cables Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Bipolar stimulator device Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Cotton-tip Applicators Cardinal Health, Waukegan, IL, USA C15055-006
Curved Mosquito forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-1201112
Force Transducer MDB-2.5 Transducer Techniques, Temecula, CA N/A
Gauze Sponges 4×4 Covidien, Mansfield, MA, USA 2733
Ground cable Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Isoflurane chamber N/A N/A Custom-made
Ketamine Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ 42023-115-10
LabView Software National Instruments, Austin, TX
Loop N/A N/A Custom-made
Microsurgical curved forceps ASSI, Westbury, NY, USA JFA-5B
Microsurgical scissors ASSI, Westbury, NY, USA SAS-15R-8-18
Microsurgical straight forceps ASSI, Westbury, NY, USA JF-3
Retractor ASSI, Westbury, NY, USA AG-124426
Scalpel Blade No. 15 Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA 371115
Slim Body Skin Stapler Covidien, Mansfield, MA, USA 8886803512
Subminiature electrode Harvard Apparatus, Holliston, MA N/A
Surgical Nerve Stimulator Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA 9094
Terrell Isoflurane Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA H961J19A
Testing platform N/A N/A Custom-made
Tetontomy Scissors ASSI, Westbury, NY, USA ASIM-187
Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch Fisher Scientific, Waltham, MA, USA S407992
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device National Instruments, Austin, TX 779026-01
Vacuum Base Holder Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal N/A Attached clamp is custom-made
Weight (10 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820010.4
Weight (20 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820020.4
Weight (50 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820050.4
Xylazine Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada 1XYL002

Referências

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the “de Medinaceli” and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
  50. Paul, R. J., Sperelakis, N. . Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). , 801-821 (2012).
check_url/pt/61926?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Bedar, M., Saffari, T. M., Friedrich, P. F., Giusti, G., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat. J. Vis. Exp. (172), e61926, doi:10.3791/61926 (2021).

View Video