JoVE Journal > Developmental Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Biologia do Desenvolvimento

Tre- og firedimensionelle visualiserings- og analysemetoder til undersøgelse af hvirveldyrs aksiale forlængelse og segmentering

Published: February 28, 2021
doi:
10.3791/62086
, , ,
1Instituto Gulbenkian de Ciência, 2Faculdade de Ciências da Universidade de Lisboa, 3NOVA School of Science and Technology

Summary

Her beskriver vi beregningsværktøjer og metoder, der muliggør visualisering og analyse af tre- og firedimensionelle billeddata for museembryoner i forbindelse med aksial forlængelse og segmentering, opnået ved in toto optisk projektionstomografi og ved levende billeddannelse og helmonteret immunofluorescensfarvning ved hjælp af multifotonmikroskopi.

Abstract

Somitogenese er et kendetegn for hvirveldyrs embryonale udvikling. I årevis har forskere studeret denne proces i en række organismer ved hjælp af en bred vifte af teknikker, der omfatter ex vivo- og in vitro-tilgange. Imidlertid er de fleste undersøgelser stadig afhængige af analysen af todimensionelle (2D) billeddannelsesdata, hvilket begrænser korrekt evaluering af en udviklingsproces som aksial forlængelse og somitogenese, der involverer meget dynamiske interaktioner i et komplekst 3D-rum. Her beskriver vi teknikker, der gør det muligt for musens levende billeddannelsesindsamling, behandling af datasæt, visualisering og analyse i 3D og 4D at studere de celler (f.eks. Neuromesodermale forfædre), der er involveret i disse udviklingsprocesser. Vi leverer også en trinvis protokol til optisk projektionstomografi og helmonteret immunfluorescensmikroskopi i museembryoner (fra prøveforberedelse til billedoptagelse) og viser en pipeline, som vi udviklede til at behandle og visualisere 3D-billeddata. Vi udvider brugen af nogle af disse teknikker og fremhæver specifikke funktioner i forskellige tilgængelige software (f.eks. Fiji / ImageJ, Drishti, Amira og Imaris), der kan bruges til at forbedre vores nuværende forståelse af aksial forlængelse og somitdannelse (f.eks. 3D-rekonstruktioner). Alt i alt understreger de her beskrevne teknikker vigtigheden af 3D-datavisualisering og analyse i udviklingsbiologi og kan hjælpe andre forskere til bedre at adressere 3D- og 4D-billeddata i forbindelse med hvirveldyrs aksiale udvidelse og segmentering. Endelig anvender værket også nye værktøjer til at lette undervisningen i hvirveldyrs embryonale udvikling.

Introduction

Vertebrat kropsaksedannelse er en meget kompleks og dynamisk proces, der forekommer under embryonal udvikling. I slutningen af gastrulation [i musen, omkring embryonal dag (E) 8.0] bliver en gruppe epiblast-stamceller kendt som neuromesodermale forfædre (NMP’er) en vigtig drivkraft for aksial forlængelse i en hoved til hale-sekvens, der genererer neuralrøret og paraxialt mesodermalt væv under nakke-, bagagerums- og haledannelse 1,2,3,4 . Interessant nok synes den position, som disse NMP’er indtager i den kaudale epiblast, at spille en nøglerolle i beslutningen om at differentiere til mesoderm eller neuroektoderm5. Selvom vi i øjeblikket mangler et præcist molekylært fingeraftryk for NMP’er, menes disse celler generelt at co-udtrykke T (Brachyury) og Sox2 5,6. De nøjagtige mekanismer, der regulerer NMP-skæbnebeslutninger (dvs. om de tager neurale eller mesodermale ruter) begynder kun at blive præcist defineret. Tbx6-ekspression i den primitive streak-region er en tidlig markør for NMP-skæbnebeslutning, da dette gen er involveret i induktion og specifikation af mesoderm 6,7. Interessant nok synes tidlige mesodermceller at udtrykke høje niveauer af Epha18, og Wnt / β-catenin-signalering samt Msgn1 viste sig også at spille vigtige roller i paraxial mesodermdifferentiering og somitdannelse 9,10. En komplet rumlig-tidsmæssig analyse af NMP’er på et enkeltcelleniveau vil helt sikkert være medvirkende til fuldt ud at forstå de molekylære mekanismer, der styrer mesodermspecifikationen.

Dannelsen af somitter (hvirvler prækursorer) er et centralt træk ved hvirveldyr. Under aksial forlængelse bliver den paraksiale mesoderm segmenteret i en række bilaterale gentagne enheder kendt som somitter. Antallet af somitter og den tid, der kræves til dannelsen af nye segmenter, varierer mellemarterne 11,12. Somitogenese involverer periodiske signalsvingninger (kendt som “segmenteringsuret”), der kan observeres ved den cykliske ekspression af flere gener af Notch-, Wnt- og Fgf-signalvejene i den præsomitiske mesoderm (f.eks. Lfng)11,12. Den nuværende model for somitogenese postulerer også eksistensen af en “modningsbølgefront”, en række komplekse signalgradienter, der involverer Fgf-, Wnt- og retinsyresignalering, der definerer positionen af den bageste grænse for hver ny somit. En koordineret interaktion mellem “segmenteringsuret” og “modningsbølgefronten” er derfor grundlæggende for dannelsen af disse hvirvelforløbermoduler, da forstyrrelser i disse vigtige morfogenetiske processer kan resultere i embryonal dødelighed eller i dannelsen af medfødte misdannelser (f.eks. Skoliose)13,14,15.

På trods af betydelige nylige fremskridt inden for billeddannelsesteknikker, bioimageanalysemetoder og software er de fleste undersøgelser af aksial forlængelse og somitogenese stadig afhængige af enkelt-/isolerede todimensionelle billeddata (f.eks. sektioner), som ikke tillader en fuld flerdimensionel vævsvisualisering og komplicerer en klar differentiering mellem patologiske misdannelser (dvs. på grund af mutationer) ifølge normal morfologisk variation, der forekommer under embryonal udvikling16 . Billeddannelse i 3D har allerede afdækket nye morfogenetiske bevægelser, der tidligere ikke blev identificeret ved standard 2D-metoder 17,18,19,20, hvilket fremhæver kraften i in toto-billeddannelse til at forstå mekanismerne for hvirveldyr somitogenese og aksial forlængelse.

3D- og 4D-mikroskopi af museembryoner, især levende billeddannelse, er teknisk udfordrende og kræver kritiske trin under prøveforberedelse, billedindsamling og databehandling for at muliggøre nøjagtig og meningsfuld rumlig-tidsmæssig analyse. Her beskriver vi en detaljeret protokol for levende billeddannelse og helmonteret immunofluorescensfarvning af museembryoner, der kan bruges til at studere både NMP’er og mesodermale celler under aksial forlængelse og segmentering. Derudover beskriver vi også en protokol til optisk projektionstomografi (OPT) af ældre embryoner og fostre, der tillader 3D in toto visualisering og kvantificering af patologiske abnormiteter, der kan skyldes problemer under somitogenese (f.eks. Knoglefusion og skoliose)13,21,22. Endelig illustrerer vi kraften i 3D-billeddannelsesrekonstruktioner i studiet og undervisningen i hvirveldyrsegmentering og aksial forlængelse.

Protocol

Dyreforsøg fulgte den portugisiske (Portaria 1005/92) og den europæiske (direktiv 2010/63/EU) lovgivning om bolig, opdræt og velfærd. Projektet blev gennemgået og godkendt af den etiske komité for »Instituto Gulbenkian de Ciência« og af den portugisiske nationale enhed, »Direcção Geral de Alimentação e Veterinária« (licensreference: 014308). 1. Prøveforberedelse til 3D- og 4D-billeddannelse BEMÆRK: Her giver vi en detaljeret beskrivelse af, hvordan m…

Representative Results

De repræsentative resultater, der er vist i dette papir for både levende og immunofluorescensbilleddannelse, blev opnået ved hjælp af et to-fotonsystem med et 20 × 1.0 NA-vandmål, excitationslaseren indstillet til 960 nm og GaAsP-fotodetektorer (som beskrevet i Dias et al. (2020) 43. Optisk projektionstomografi blev udført ved hjælp af en specialbygget OPenT-scanner (som beskrevet i Gualda et al. (2013) 28. Live billeddannelse (4D…

Discussion

Aksial forlængelse og segmentering er to af de mest komplekse og dynamiske processer, der forekommer under hvirveldyrs embryonale udvikling. Brugen af 3D- og 4D-billeddannelse med enkeltcellesporing er i nogen tid blevet anvendt til at studere disse processer i både zebrafisk og kyllingeembryoner, for hvilke tilgængelighed og dyrkningsbetingelser letter kompleks billeddannelse 19,44,45,46,47,48,49…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi vil gerne takke Olivier Pourquié og Alexander Aulehla for LuVeLu-reporterstammen, SunJin-laboratoriet for RapiClear-testprøven, Hugo Pereira for hjælpen ved hjælp af BigStitcher, Nuno Granjeiro for at hjælpe med at oprette det levende billeddannelsesapparat, IGC-dyreanlægget og tidligere og nuværende medlemmer af Mallo-laboratoriet for nyttige kommentarer og støtte i løbet af dette arbejde.

Vi takker for den tekniske støtte fra IGC’s Advanced Imaging Facility, som støttes af portugisisk finansiering ref# PPBI-POCI-01-0145-FEDER-022122 og ref# PTDC/BII-BTI/32375/2017, medfinansieret af Lisboa Regional Operational Programme (Lisboa 2020), under Portugal 2020-partnerskabsaftalen, gennem Den Europæiske Fond for Regionaludvikling (FEDER) og Fundação para a Ciência e a Tecnologia (FCT, Portugal). Arbejdet beskrevet i dette manuskript blev støttet af tilskud LISBOA-01-0145-FEDER-030254 (FCT, Portugal) og SCML-MC-60-2014 (Santa Casa da Misericórdia, Portugal) til M.M., forskningsinfrastrukturen Congento, projekt LISBOA-01-0145-FEDER-022170 og ph.d.-stipendiet PD/BD/128426/2017 til A.D.

Materials

Agarose low gelling temperature Sigma A9414 Used to mounting embryos (e.g. for OPT)
Amira software Thermofisher – Commerial software tool
Anti-Brachyury (Goat polyclonal) R and D Systems AF2085 RRID:AB_2200235 For immunofluorescence
Anti-Sox2 (Rabbit monoclonal) Abcam ab92494 RRID:AB_10585428 For immunofluorescence
Anti-Tbx6 (Goat polyclonal) R and D Systems AF4744 RRID:AB_2200834 For immunofluorescence
Anti-Laminin111 (Rabbit polyclonal) Sigma L9393 RRID:AB_477163 For immunofluorescence
Anti-goat 488 (Donkey polyclonal) Molecular Probes A11055 RRID:AB_2534102 For immunofluorescence
Anti-rabbit 568 (Donkey polyclonal) ThermoFisher   Scientific A10042 RRID:AB_2534017 For immunofluorescence
Benzyl Alcohol (99+%) (any) – Used to clear embryos (component of BABB)
Benzyl Benzoate (99+%) (any) – Used to clear embryos (component of BABB)
Bovine serum albumin Biowest P6154 For immunofluorescence
Coverglass 20×20 mm #0 (any) – 100um thick
Coverglass 20×20 mm #1 (any) – 170um thick
Coverglass 20×60 mm #1.5 (any) – To use as “slides”
DAPI (4’,6-Diamidino-2- Phenylindole Dihydrochloride) Life Technologies D3571 For immunofluorescence
Drishti software (open source) – Free software tool
EDTA Sigma ED2SS For demineralization
Fiji/ImageJ software (open source) – Free software tool
Glycine NZYtech MB01401 For immunofluorescence
Huygens software Scientific Volume Imaging – Commerial software tool
HyClone defined fetal bovine serum GE Healthcare #HYCLSH30070.03 For live imaging
Hydrogen peroxide solution 30 % Milipore 1085971000 For clearing
Imaris software Bitplane / Oxford instruments – Commerial software tool
iSpacers SunJin Lab (varies) Use as spacers for preparations
L-glutamine Gibco #25030–024 For live imaging medium
Low glucose DMEM Gibco 11054020 For live imaging medium
M2 medium Sigma M7167 To dissect embryos
Methanol VWR VWRC20847.307 For dehydration and rehydration steps
Methyl salicylate Sigma M6752 Used to clear embryos
Paraformaldehyde Sigma P6148 Used in solution to fix embryos
Penicillin-streptomycin Sigma #P0781 For live imaging medium
PBS (Phosphate-buffered saline solution) Biowest L0615-500 –
RapiClear SunJin Laboratory RapiClear 1.52 Used to clear embryos
Secure-Sea hybridization chambers Sigma C5474 Use as spacers for preparations
simLab software SimLab soft – Commerial software tool
Slide, depression concave glass – 75×25 mm (any) – To mount thick embryos.
Triton X-100 Sigma T8787 For immunofluorescence
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Wilson, V., Olivera-Martinez, I., Storey, K. G. Stem cells, signals and vertebrate body axis extension. Development. 136 (12), 2133 (2009).
  2. Dias, A., Aires, R. Axial Stem Cells and the Formation of the Vertebrate Body. Concepts and Applications of Stem Cell Biology. , 131-158 (2020).
  3. Tzouanacou, E., Wegener, A., Wymeersch, F. J., Wilson, V., Nicolas, J. F. Redefining the Progression of Lineage Segregations during Mammalian Embryogenesis by Clonal Analysis. Developmental Cell. 17 (3), 365-376 (2009).
  4. Aires, R., Dias, A., Mallo, M. Deconstructing the molecular mechanisms shaping the vertebrate body plan. Current Opinion in Cell Biology. 55, 81-86 (2018).
  5. Wymeersch, F. J., et al. Position-dependent plasticity of distinct progenitor types in the primitive streak. eLife. 5, 10042 (2016).
  6. Koch, F., et al. Antagonistic Activities of Sox2 and Brachyury Control the Fate Choice of Neuro-Mesodermal Progenitors. Developmental Cell. 42 (5), 514-526 (2017).
  7. Chapman, D. L., Papaioannou, V. E. Three neural tubes in mouse embryos with mutations in the T-box gene Tbx6. Nature. 391 (1991), 695-697 (1998).
  8. de Lemos, L., Dias, A., Nóvoa, A., Mallo, M. Epha1 is a cell surface marker for neuromesodermal progenitors and their early mesoderm derivatives. bioRxiv. , 584524 (2020).
  9. Takada, S., Stark, K. L., Shea, M. J., Vassileva, G., McMahon, J. A., McMahon, A. P. Wnt-3a regulates somite and tailbud formation in the mouse embryo. Genes and Development. 8 (2), 174-189 (1994).
  10. Chalamalasetty, R. B., et al. Mesogenin 1 is a master regulator of paraxial presomitic mesoderm differentiation. Development. 141 (22), 4285-4297 (2014).
  11. Pais-de-Azevedo, T., Magno, R., Duarte, I., Palmeirim, I. Recent advances in understanding the mechanisms determining longevity. F1000Research. 7, 97 (2018).
  12. Hubaud, A., Pourquié, O. Signalling dynamics in vertebrate segmentation. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (11), 709-721 (2014).
  13. Pourquié, O. Vertebrate segmentation: From cyclic gene networks to scoliosis. Cell. 145 (5), 650-663 (2011).
  14. Mallo, M. Revisiting the involvement of signaling gradients in somitogenesis. FEBS Journal. 283 (8), 1430-1437 (2016).
  15. Boulet, A. M., Capecchi, M. R. Signaling by FGF4 and FGF8 is required for axial elongation of the mouse embryo. Biologia do Desenvolvimento. 371 (2), 235-245 (2012).
  16. Dickinson, M. E., et al. High-throughput discovery of novel developmental phenotypes. Nature. 537 (7621), 508-514 (2016).
  17. McDole, K., et al. In toto Imaging and Reconstruction of Post-Implantation Mouse Development at the Single-Cell Level. Cell. 175, 859-876 (2018).
  18. McColl, J., Mok, G. F., Lippert, A. H., Ponjavic, A., Muresan, L., Münsterberg, A. 4D imaging reveals stage dependent random and directed cell motion during somite morphogenesis. Scientific Reports. 8 (1), 12644 (2018).
  19. Martins, G. G., Rifes, P., Amaândio, R., Rodrigues, G., Palmeirim, I., Thorsteinsdóttir, S. Dynamic 3D cell rearrangements guided by a fibronectin matrix underlie somitogenesis. PLoS ONE. 4 (10), 7429 (2009).
  20. Bénazéraf, B., et al. Multi-scale quantification of tissue behavior during amniote embryo axis elongation. Development. 144, 4462-4472 (2017).
  21. Sharpe, J. Optical Projection Tomography. Advanced Imaging in Biology and Medicine. , 199-224 (2009).
  22. Sharpe, J., et al. Optical projection tomography as a tool for 3D microscopy and gene expression studies. Science. 296 (5567), 541-545 (2002).
  23. Aulehla, A., et al. A beta-catenin gradient links the clock and wavefront systems in mouse embryo segmentation. Nature Cell Biology. 10 (2), 186-193 (2008).
  24. Osorno, R., et al. The developmental dismantling of pluripotency is reversed by ectopic Oct4 expression. Development. 139 (13), 2288-2298 (2012).
  25. Bryson-Richardson, R. J., Currie, P. D. Optical projection tomography for spatio-temporal analysis in zebrafish. Methods in Cell Biology. 76, 37-50 (2004).
  26. Quintana, L., Sharpe, J. Optical projection tomography of vertebrate embryo development. Cold Spring Harbor Protocols. 6 (6), 586-594 (2011).
  27. Cho, A., Suzuki, S., Hatakeyama, J., Haruyama, N., Kulkarni, A. B. A Method for Rapid Demineralization of Teeth and Bones. The Open Dentistry Journal. 4 (1), 223-229 (2010).
  28. Gualda, E. J., Vale, T., Almada, P., Feijó, J. A., Martins, G. G., Moreno, N. OpenSpinMicroscopy: An open-source integrated microscopy platform. Nature Methods. 10 (7), 599-600 (2013).
  29. Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  30. Weigert, M., et al. Content-aware image restoration: pushing the limits of fluorescence microscopy. Nature Methods. 15 (12), 1090-1097 (2018).
  31. Krull, A., Buchholz, T. O., Jug, F. Noise2void-learning denoising from single noisy images. 2019 IEEE. CVF Conference on Computer Vision and Pattern Recognition (CVPR). , 2124-2132 (2018).
  32. Sage, D., et al. DeconvolutionLab2: An open-source software for deconvolution microscopy. Methods. 115, 28-41 (2017).
  33. Pietzsch, T., Saalfeld, S., Preibisch, S., Tomancak, P. BigDataViewer: Visualization and processing for large image data sets. Nature Methods. 12 (6), 481-483 (2015).
  34. Parslow, A., Cardona, A., Bryson-Richardson, R. J. Sample Drift Correction Following 4D Confocal Time-lapse Imaging. Journal of Visualized Experiments. (86), e51086 (2014).
  35. Hörl, D., et al. BigStitcher: reconstructing high-resolution image datasets of cleared and expanded samples. Nature Methods. 16, 870-874 (2019).
  36. Ohser, J., et al. Attenuation correction for confocal laser scanning microscopy and its application in chromatography. Journal of Microscopy. 278, 76-88 (2020).
  37. Hell, S., Reiner, G., Cremer, C., Stelzer, E. H. K. Aberrations in confocal fluorescence microscopy induced by mismatches in refractive index. Journal of Microscopy. 169, 391-405 (1993).
  38. Kuypers, L. C., Decraemer, W. F., Dirckx, J. J. J., Timmermans, J. A procedure to determine the correct thickness of an object with confocal microscopy in case of refractive index mismatch. Journal of Microscopy. 218, 68-78 (2005).
  39. Meijering, E. H. W., Niessen, W. J., Viergever, M. A. Quantitative evaluation of convolution-based methods for medical image interpolation. Medical Image Analysis. 5 (2), 111-126 (2001).
  40. Limaye, A. Drishti: a volume exploration and presentation tool. Developments in X-Ray Tomography VIII. , 85060 (2012).
  41. . Thermofisher.com Available from: https://www.thermofisher.com/pt/en/home/industrial/electron-microscopy/electron-microscopy-instruments-workflow-solutions/3d-visualization-analysis-software/3d-visualization-analysis-software-resource-center.html (2020)
  42. . Simlab-soft.com Available from: https://www.simlab-soft.com/3d-products/Tutorials/simlab-composer-all-Tutorials.aspx?t=3 (2020)
  43. Dias, A., et al. A TgfbRI/Snai1-dependent developmental module at the core of vertebrate axial elongation. eLife. 9, 56615 (2020).
  44. Delaune, E. A., François, P., Shih, N. P., Amacher, S. L. Single-Cell-Resolution Imaging of the Impact of Notch Signaling and Mitosis on Segmentation Clock Dynamics. Developmental Cell. 23 (5), 995-1005 (2012).
  45. Attardi, A., et al. Neuromesodermal progenitors are a conserved source of spinal cord with divergent growth dynamics. Development. 145 (21), (2018).
  46. Romanos, M., et al. Cell-to-cell heterogeneity in Sox2 and Brachyury expression guides progenitor destiny by controlling their movements. bioRxiv. , 388611 (2020).
  47. Guillot, C., Michaut, A., Rabe, B., Pourquié, O. Dynamics of primitive streak regression controls the fate of neuro-mesodermal progenitors in the chicken embryo. bioRxiv. , 077586 (2020).
  48. Steventon, B., Duarte, F., Lagadec, R., Mazan, S., Nicolas, J. F., Hirsinger, E. Species-specific contribution of volumetric growth and tissue convergence to posterior body elongation in vertebrates. Development. 143 (10), 1732-1741 (2016).
  49. Lawton, A. K., et al. Regulated tissue fluidity steers zebrafish body elongation. Development. 140 (3), 573-582 (2013).
  50. Huang, Q., et al. Intravital imaging of mouse embryos. Science. 368 (6487), 181-186 (2020).
  51. Van Den Brink, S. C., et al. Symmetry breaking, germ layer specification and axial organisation in aggregates of mouse embryonic stem cells. Development. 141 (22), 4231-4242 (2014).
  52. Baillie-Johnson, P., vanden Brink, S. C., Balayo, T., Turner, D. A., Martinez Arias, A. Generation of aggregates of mouse embryonic stem cells that show symmetry breaking, polarization and emergent collective behaviour in vitro. Journal of Visualized Experiments. (105), e53252 (2015).
  53. Moris, N., et al. An in vitro model of early anteroposterior organization during human development. Nature. 582, 410-415 (2020).
  54. Rossner, M., Yamada, K. M. What’s in a picture? The temptation of image manipulation. The Journal of Cell Biology. 166 (1), 11-15 (2004).
  55. North, A. J. Seeing is believing? A beginners’ guide to practical pitfalls in image acquisition. Journal of Cell Biology. 172 (1), 9-18 (2006).
  56. Jost, A. P. -. T., Waters, J. C. Designing a rigorous microscopy experiment: Validating methods and avoiding bias. Journal of Cell Biology. 218 (5), 1452-1466 (2019).
  57. Jonkman, J., Brown, C. M., Wright, G. D., Anderson, K. I., North, A. J. Tutorial: guidance for quantitative confocal microscopy. Nature Protocols. 15 (5), 1585-1611 (2020).
  58. Stauber, M., Sachidanandan, C., Morgenstern, C., Ish-Horowicz, D. Differential axial requirements for Lunatic fringe and Hes7 transcription during mouse somitogenesis. PLoS ONE. 4 (11), 7996 (2009).
  59. Turnpenny, P. D., et al. Abnormal vertebral segmentation and the notch signaling pathway in man. Developmental Dynamics. 236 (6), 1456-1474 (2007).
  60. Andrade, R. P., Palmeirim, I., Bajanca, F. Molecular clocks underlying vertebrate embryo segmentation: A 10-year-old hairy-go-round. Birth Defects Research (Part C). 81 (2), 65-83 (2007).
  61. Sparrow, D. B., et al. Mutation of the LUNATIC FRINGE gene in humans causes spondylocostal dysostosis with a severe vertebral phenotype. American Journal of Human Genetics. 78 (1), 28-37 (2006).
  62. Giampietro, P. F., et al. Progress in the understanding of the genetic etiology of vertebral segmentation disorders in humans. Annals of the New York Academy of Sciences. 1151, 38-67 (2009).
  63. Blecher, R., et al. The Proprioceptive System Masterminds Spinal Alignment: Insight into the Mechanism of Scoliosis. Developmental Cell. 42 (4), 388-399 (2017).
  64. Vianello, S. Exploring and illustrating the mouse embryo virtual objects to think and create with. bioRxiv. , 393991 (2020).

Tags

Keywords: 3D Visualization4D VisualizationAxial ElongationSegmentationVertebrate DevelopmentMouse EmbryoLive ImagingImmunofluorescenceCongenital MalformationScoliosisIn Vitro Model
check_url/pt/62086?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Dias, A., Martins, G. G., Lopes, A., Mallo, M. Three and Four-Dimensional Visualization and Analysis Approaches to Study Vertebrate Axial Elongation and Segmentation. J. Vis. Exp. (168), e62086, doi:10.3791/62086 (2021).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image