Summary

Conservazione della fertilità nei pazienti con grave disfunzione ovarica

Published: March 25, 2021
doi:

Summary

Presentiamo dettagli sulle procedure di laboratorio per l’attivazione in vitro senza farmaci (IVA) dei follicoli ovarico per pazienti con grave disfunzione ovarica. Questo metodo potrebbe aumentare il numero di ovociti recuperabili per iperstimolazione ovarica e beneficiare della conservazione della fertilità per quei pazienti.

Abstract

La funzione ovarica diminuisce progressivamente durante l’invecchiamento e in alcune condizioni fisiopatologiche tra cui anomalie del cariotipo, malattie autoimmuni, terapie chemio- e radiazioni, nonché interventi chirurgici ovarici. Nelle donne non sposate con grave disfunzione ovarica, la conservazione della fertilità è importante per le gravidanze future. Sebbene la crioconservazione degli ovociti sia un metodo stabilito per la conservazione della fertilità, questi pazienti potrebbero preservare solo un numero limitato di ovociti anche dopo l’iperstimolazione ovarica, portando a stimolazioni ripetute per garantire ovociti sufficienti a garantire la gravidanza futura. Per risolvere questo problema, abbiamo recentemente sviluppato una procedura di attivazione in vitro (IVA) senza farmaci, che ci consente di stimolare le prime fasi dei follicoli ovarico a svilupparsi allo stadio del follicolo preantrale. Questi follicoli preantrali possono rispondere al protocollo unico della stimolazione della gonadotropina, con conseguente aumento del numero di ovociti recuperati per stimolazione ovarica per la crioconservazione. L’IVA senza farmaci comprendeva l’approccio chirurgico e la stimolazione ovarica. Abbiamo rimosso una parte della corteccia da una o entrambe le ovaie da pazienti in chirurgia laparoscopica. I tessuti corticali ovarico sono stati tagliati a cubetti per interrompere la via di segnalazione dell’Ippopotamo e stimolare lo sviluppo dei follicoli allo stadio iniziale. Questi cubi sono stati innestati ortotropicamente nelle ovaie rimanenti e sotto il serosa di entrambe le tube di Falloppio. Abbiamo già pubblicato la procedura chirurgica dell’IVA senza farmaci e il protocollo di successiva stimolazione ovarica, ma qui presentiamo i dettagli dei metodi di laboratorio richiesti per l’IVA senza farmaci.

Introduction

La funzione ovarica diminuisce progressivamente durante l’invecchiamento e alcune condizioni fisiopatologiche tra cui anomalie del cariotipo, malattie autoimmuni, terapie chemio- e radiazioni e interventi chirurgici ovarici. La conservazione della fertilità è una delle migliori opzioni per le donne non sposate con grave disfunzione ovarica per preservare il loro potenziale per la gravidanza futura. Per la conservazione della fertilità, attualmente sono disponibili due metodi principalmente nel campo dell’onco-fertilità. La crioconservazione degli ovocite è una procedura ben consolidata per la conservazione della fertilità e molti casi di successo sonostati segnalati 1,2. D’altra parte, la crioconservazione del tessuto ovarico è stata stabilita anche per la conservazione della fertilità nei pazienti oncologici,ma è ancora una strategia sperimentale 3,4. In entrambi i metodi, sono necessari più numeri di ovociti maturi per la gravidanza. Generalmente, i pazienti con insufficienza ovarica prematura (POI), che diventano amenorrea prima dei 40 anni di età, e le donne di mezza età con bassa riserva ovarica hanno mostrato una scarsa risposta ovarica (POR) alla stimolazione ovarica per la resa di ovociti maturi5,6,7. Inoltre, i giovani pazienti con un basso numero di follicoli astrali hanno anche mostrato POR alla stimolazione ovarica7. Questi pazienti hanno un numero molto limitato di ovociti recuperabili anche dopo una corretta iperstimolazione ovarica, richiedendo così più procedure costose per garantire un numero sufficiente di ovociti per la gravidanza.

La donazione di ovociti seguita da fecondazione in vitro (FIV) con trasferimento di sperma ed embrioni del marito (ET) è l’unica opzione per questi pazienti con POI e POR che hanno difficoltà ad ottenere i propri ovociti8,9,10. Tuttavia, la donazione di ovociti è complicata da questioni etiche, nonché complicazioni autoimmuni e di gravidanza11,12,13,14. Per risolvere questi problemi, si desidera l’istituzione di un trattamento di infertilità utilizzando gli ovociti dei pazienti. Per i pazienti con POI, abbiamo sviluppato l’approccio di attivazione in vitro (IVA) per consentire una crescita follicolare di successo e la generazione di ovociti maturi, guidando una serie digravidanze e consegne 15. Nell’IVA, abbiamo frammentato le corteccia ovarico dopo la rimozione delle ovaie in chirurgia laparoscopica e le abbiamo coltivate per due giorni per attivare follicoli da farmaci stimolanti Akt e quindi eseguire l’innesto eterotopico in sacchetti artificiali realizzati sotto la serosa delle tube di Falloppio sotto la seconda chirurgia laparoscopica15. Questa procedura ha promosso la crescita dei follicoli primordiali, primari e secondari dopo la frammentazione della corteccia ovarica per promuovere l’interruzione della segnalazione di Ippopotamo16, seguitada una cultura di due giorni con stimolatori di segnalazione Akt17.

A differenza dei casi gravi di POI, i pazienti con POR con diminuzione della riserva ovarica hanno più follicoli secondari. Poiché Hippo segnala l’interruzione da solo è efficace nel promuovere la crescita del follicolosecondario 16, abbiamo recentemente dimostrato gravidanze e consegne di successo per i pazienti POR utilizzando la procedura IVA senza farmaci che comporta frammentazione corticale e innesto ortotopico senza trattamento dei farmaci stimolanti Akt. L’IVA senza farmaci stimola la fase iniziale dei follicoli ovarici a svilupparsi allo stadio del follicolo preantrale dopo un solo intervento chirurgico e aumenta il numero di ovociti recuperati per il trasferimento di fecondazione invitro-embrione 15,18. L’approccio IVA senza farmaci ha diversi vantaggi rispetto alla nostra IVA originale di 1) evitando potenziali perdite follicolari durante la coltura, 2) riducendo al minimo l’invasività e i costi del secondo intervento chirurgico, 3) coinvolgendo solo il riposo a letto post-chirurgico a breve termine e 4) il potenziale di gravidanza spontanea a causa dell’innesto ortotopico. Recentemente abbiamo pubblicato un video articolo che mostra le procedure chirurgiche dell’IVA19 senza farmaci e protocolli dettagliati di stimolazione ovarica dopo l’interventochirurgico 20. Qui, presentiamo i dettagli dei metodi di laboratorio richiesti per l’IVA senza farmaci.

Protocol

Il consenso informato scritto è stato ottenuto da ogni paziente POR con riserva ovarica decrescimento che si è iscritto al trattamento IVA senza farmaci. Questo studio è stato approvato dal comitato etico dell’Università Internazionale di Salute e Benessere (n. 17-S-21). Lo studio clinico è stato registrato con il numero UMIN000034464 ed eseguito in conformità con il Codice Etico della World Medical Association (Dichiarazione di Helsinki). 1. Estrazione della corteccia ovarica …

Representative Results

Nella prima pubblicazione dell’approccio IVA15,abbiamo trapiantato i cubi corticali ovarici uno per uno nei siti di innesto in chirurgia laparoscopica(Figura 1A). Poiché sono stati usati 100-150 cubi ovarici, ci sono volle 3-4 ore per l’innesto tissutale sotto chirurgia laparoscopica. Inoltre, alcuni cubi ovarico sono stati persi prima dell’innesto. Poiché la cannula IVA potrebbe trasferire 20-30 cubi in un sito di innesto contemporaneamente (Fi…

Discussion

In questo manoscritto, abbiamo mostrato un protocollo di laboratorio dettagliato per l’IVA senza farmaci. L’IVA senza farmaci è un nuovo approccio di trattamento dell’infertilità per il paziente POR con riserva ovarica in diminuzione per promuovere la crescita dei follicoli secondari, con conseguente rendimento di ovociti più maturi dopo la stimolazione ovarica e aumento della gravidanza disuccesso 20. In 15 pazienti por con riserva ovarica in diminuzione, questo approccio ha raggiunto una grav…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo Tatsuji Ihana, Sachiyo Kurimoto, Kazuko Takahasih, Yuki Yoshizawa, Maho Arashi, Kentaro Fujita, Erina Kudo, Yuka Kurimoto e Mayuko Wakatsuki per aver supportato la procedura IVA senza farmaci e il Prof. Ringraziamo anche Rebecca Truman e Gregory Truman per aver inserito la narrazione inglese. Questo studio è stato supportato dalla Japan Society for the Promotion of Science (JSPS), Scientific Research B (19H03801) e Challenging Exploratory Research (18K19624).

Materials

4.5 onz specimen container FALCON 354013 Other products may also be suitable
60mm dish FALCON 351007 Other products may also be suitable
50 x 50 cm sterile drape HOGY Medical SR-823 Any type of sterile produsts may also be suitable
Disposable pippete FALCON 357575 Other products may also be suitable
Fine scissors, Curved WPI #14224-G Although other products may also be suitable, we strongly recommend use this products
Hot plate TOKAI HIT TPiE-SP Use at operation room to maintain the temperature of dishes containing ovarian tissue before transplantation
Human Serum Albumin Solution Irvine Scientific 9988 Medium for handling ovarian tissue
IVA cannule KITAZATO 446030 IVA-6030E Specific cannula for tissue autografting
KAI medical Disposable scalpel WPI #5 10-A Although other products may also be suitable, we strongly recommend use this products
Micro scissors, Curved WPI #503364 Although other products may also be suitable, we strongly recommend use this products
Modified HTF Medium-HEPES Irvine Scientific 90126 Medium for handling ovarian tissue
Sterile gauze Osaki Medical 15004 Any type of sterile produsts may also be suitable
Swiss Tweezers, Curved Tips KAI #504505 Although other products may also be suitable, we strongly recommend use this products

Referências

  1. Liang, T., Motan, T. Mature Oocyte Cryopreservation for Fertility Preservation. Advances in Experimental Medicine and Biology. 951, 155-161 (2016).
  2. Yoon, T. K., et al. Live births after vitrification of oocytes in a stimulated in vitro fertilization-embryo transfer program. Fertility and Sterility. 79 (6), 1323-1326 (2003).
  3. Donnez, J., et al. Livebirth after orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 364 (9443), 1405-1410 (2004).
  4. Meirow, D., et al. Pregnancy after transplantation of cryopreserved ovarian tissue in a patient with ovarian failure after chemotherapy. New England Journal of Medicine. 353 (3), 318-321 (2005).
  5. De Vos, M., Devroey, P., Fauser, B. C. Primary ovarian insufficiency. Lancet. 376 (9744), 911-921 (2010).
  6. Scott, R. T., et al. Follicle-stimulating hormone levels on cycle day 3 are predictive of in vitro fertilization outcome. Fertility and Sterility. 51 (4), 651-654 (1989).
  7. Ferraretti, A. P., et al. ESHRE consensus on the definition of ‘poor response’ to ovarian stimulation for in vitro fertilization: the Bologna criteria. Human Reproduction. 26 (7), 1616-1624 (2011).
  8. Huhtaniemi, I., et al. Advances in the Molecular Pathophysiology, Genetics, and Treatment of Primary Ovarian Insufficiency. Trends in Endocrinology and Metabolism. 29 (6), 400-419 (2018).
  9. Męczekalski, B., Maciejewska-Jeske, M., Podfigurna, A. Reproduction in premature ovarian insufficiency patients – from latest studies to therapeutic approach. Prz Menopauzalny. 17 (3), 117-119 (2018).
  10. Baker, V. Life plans and family-building options for women with primary ovarian insufficiency. Seminars in Reproductive Medicine. 29 (4), 362-372 (2011).
  11. Englert, Y., Govaerts, I. Oocyte donation: particular technical and ethical aspects. Human Reproduction. 13, 90-97 (1998).
  12. Englert, Y., Rodesch, C., Laruelle, C., Govoerts, I. Oocyte donation: ethical aspects related to the donor. Contraception, Fertilite, Sexualite. 25 (3), 251-257 (1997).
  13. Storgaard, M., et al. Obstetric and neonatal complications in pregnancies conceived after oocyte donation: a systematic review and meta-analysis. BJOG: An International Journal of Obstetrics and Gynaecology. 124 (4), 561-572 (2017).
  14. Storgaard, M., Malchau, S., Loft, A., Larsen, E., Pinborg, A. Oocyte donation is associated with an increased risk of complications in the pregnant woman and the fetus. Ugeskrift for Laeger. 179 (11), (2017).
  15. Kawamura, K., et al. Hippo signaling disruption and Akt stimulation of ovarian follicles for infertility treatment. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (43), 17474-17479 (2013).
  16. Hsueh, A. J., Kawamura, K., Cheng, Y., Fauser, B. C. Intraovarian control of early folliculogenesis. Endocrine Reviews. 36 (1), 1-24 (2015).
  17. Li, J., et al. Activation of dormant ovarian follicles to generate mature eggs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (22), 10280-10284 (2010).
  18. Suzuki, N., et al. Successful fertility preservation following ovarian tissue vitrification in patients with primary ovarian insufficiency. Human Reproduction. 30 (3), 608-615 (2015).
  19. Tanaka, Y., Hsueh, A. J., Kawamura, K. Surgical approaches of drug-free in activation and laparoscopic ovarian incision to treat patients with ovarian infertility. Fertility and Sterility. , (2020).
  20. Kawamura, K., Ishizuka, B., Hsueh, A. J. W. Drug-free in-vitro activation of follicles for infertility treatment in poor ovarian response patients with decreased ovarian reserve. Reproductive Biomedicine Online. 40 (2), 245-253 (2020).
  21. Haino, T., et al. Determination of Follicular Localization in Human Ovarian Cortex for Vitrification. Journal of Adolescent and Young Adult Oncology. 7 (1), 46-53 (2018).
  22. Baird, D. T., Webb, R., Campbell, B. K., Harkness, L. M., Gosden, R. G. Long-term ovarian function in sheep after ovariectomy and transplantation of autografts stored at -196 C. Endocrinology. 140 (1), 462-471 (1999).
  23. Qin, Y., Jiao, X., Simpson, J. L., Chen, Z. J. Genetics of primary ovarian insufficiency: new developments and opportunities. Human Reproduction Update. 21 (6), 787-808 (2015).
  24. Domniz, N., Meirow, D. Premature ovarian insufficiency and autoimmune diseases. Best Practice & Research: Clinical Obstetrics & Gynaecology. 60, 42-55 (2019).
  25. Laven, J. S. Primary Ovarian Insufficiency. Seminars in Reproductive Medicine. 34 (4), 230-234 (2016).
  26. Grynberg, M., et al. Fertility preservation in Turner syndrome. Fertility and Sterility. 105 (1), 13-19 (2016).
  27. Tomao, F., Spinelli, G. P., Panici, P. B., Frati, L., Tomao, S. Ovarian function, reproduction and strategies for fertility preservation after breast cancer. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 76 (1), 1-12 (2010).
  28. Kim, S., Lee, Y., Lee, S., Kim, T. Ovarian tissue cryopreservation and transplantation in patients with cancer. Obstetrics & Gynecology Science. 61 (4), 431-442 (2018).
  29. Donnez, J., Dolmans, M. M. Ovarian tissue freezing: current status. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 27 (3), 222-230 (2015).
  30. Wu, R. C., Kuo, P. L., Lin, S. J., Liu, C. H., Tzeng, C. C. X chromosome mosaicism in patients with recurrent abortion or premature ovarian failure. Journal of the Formosan Medical Association. 92 (11), 953-956 (1993).
  31. De Munck, N., Vajta, G. Safety and efficiency of oocyte vitrification. Cryobiology. 78, 119-127 (2017).
  32. Argyle, C. E., Harper, J. C., Davies, M. C. Oocyte cryopreservation: where are we now. Human Reproduction Update. 22 (4), 440-449 (2016).
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Citar este artigo
Kawagoe, Y., Kawamura, K. Fertility Preservation in Patients with Severe Ovarian Dysfunction. J. Vis. Exp. (169), e62098, doi:10.3791/62098 (2021).

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