Summary

Nanopartikkelsporingsanalyse for kvantifisering og størrelsesbestemmelse av ekstracellulære vesicles

Published: March 28, 2021
doi:

Summary

Vi demonstrerer hvordan man bruker et nytt nanopartikkelsporingsanalyseinstrument for å estimere størrelsesfordelingen og den totale partikkelkonsentrasjonen av ekstracellulære vesikler isolert fra musperigonadal fettvev og humant plasma.

Abstract

De fysiologiske og patofysiologiske rollene til ekstracellulære vesikler (ELBILER) har blitt stadig mer anerkjent, noe som gjør EV-feltet til et raskt utviklende forskningsområde. Det er mange forskjellige metoder for EV-isolasjon, hver med klare fordeler og ulemper som påvirker nedstrømsutbyttet og renheten til elbiler. Å karakterisere EV-prep isolert fra en gitt kilde ved en valgt metode er derfor viktig for tolkning av nedstrømsresultater og sammenligning av resultater på tvers av laboratorier. Det finnes ulike metoder for å bestemme størrelsen og mengden elbiler, som kan endres av sykdomstilstander eller som svar på ytre forhold. Nanopartikkelsporingsanalyse (NTA) er en av de fremtredende teknologiene som brukes til høygjennomstrømningsanalyse av individuelle elbiler. Her presenterer vi en detaljert protokoll for kvantifisering og størrelsesbestemmelse av elbiler isolert fra musperigonadal fettvev og humant plasma ved hjelp av en banebrytende teknologi for NTA som representerer store fremskritt innen feltet. Resultatene viser at denne metoden kan levere reproduserbare og gyldige totale partikkelkonsentrasjons- og størrelsesfordelingsdata for elbiler isolert fra forskjellige kilder ved hjelp av forskjellige metoder, som bekreftet ved transmisjonselektronmikroskopi. Tilpasningen av dette instrumentet for NTA vil adressere behovet for standardisering i NTA-metoder for å øke strenghet og reproduserbarhet i EV-forskning.

Introduction

Ekstracellulære vesikler (ELBILER) er små (0,03-2 μm) membranbundne vesikler utskilt av nesten alle celletyper1. De blir ofte referert til som “eksosomer”, “mikrovesicles” eller “apoptotiske kropper” avhengig av deres frigjøringsmekanisme og størrelse2. Mens det først ble antatt at elbiler bare var et middel til å eliminere avfall fra cellen for å opprettholde homeostase3, vet vi nå at de også kan delta i intercellulær kommunikasjon via overføring av molekylært materiale – inkludert DNA, RNA (mRNA, microRNA), lipider og proteiner4,5 – og at de er viktige regulatorer for normal fysiologi samt patologiske prosesser1, 5,6,7,8.

Det finnes mange forskjellige metoder for å isolere og kvantifisere elbiler, som er beskrevet andre steder9,10,11,12. Isolasjonsprotokollen som brukes, så vel som kilden til elbiler, kan i stor grad påvirke EV-utbytte og renhet. Selv differensial sentrifugering, lenge ansett som “gullstandard” tilnærming for eksosomisolasjon, kan bli gjenstand for betydelig variasjon som senere påvirker EV-befolkningen oppnådd og nedstrøms analyser13. Dermed gjør de ulike metodene for EV-isolasjon og kvantifisering det vanskelig å sammenligne, reprodusere og tolke resultater av eksperimenter rapportert i litteraturen14. Videre kan EV-utgivelse reguleres av cellulære forhold eller ulike eksterne faktorer. Det har blitt antydet at elbiler spiller en rolle i å opprettholde cellulær homeostase ved å beskytte celler mot intracellulær stress15, som flere studier har vist at cellulær stress stimulerer EV-sekresjon. For eksempel har økt EV-frigjøring blitt rapportert etter cellulær eksponering for hypoksi, endoplasmisk retikulumspenning, oksidativt stress, mekanisk stress, sigarettrøykekstrakt og partikkelmaterialeluftforurensning 16,17,18,19,20,21,22. EV-utgivelsen har også vist seg å være modifisert in vivo; mus utsatt for et høyt fett diett eller faste i seksten timer utgitt mer adipocyte ELBILER23. For å undersøke om en bestemt behandling eller tilstand endrer EV-utslipp, må antall elbiler bestemmes nøyaktig. Vurdering av EV-størrelsesfordelingen kan også indikere den dominerende subcellulære opprinnelsen til elbiler (f.eks. sammensmelting av sen endosomer/multivesikulære legemer med plasmamembran vs. spirende plasmamembran)24. Dermed er det behov for robuste metoder for å nøyaktig måle den totale konsentrasjonen og størrelsesfordelingen til EV-prep som studeres.

En rask og svært følsom metode for visualisering og karakterisering av elbiler i løsning er nanopartikkelsporingsanalyse (NTA). En detaljert forklaring av prinsippene for denne metoden og sammenligning med alternative metoder for vurdering av EV-størrelse og konsentrasjon er beskrevet tidligere25,26,27,28. Kort sagt, under NTA-måling visualiseres elbiler av lyset spredt når de bestråles med en laserstråle. Det spredte lyset er fokusert av et mikroskop på et kamera som registrerer partikkelbevegelsen. NTA-programvaren sporer den tilfeldige termiske bevegelsen til hver partikkel, kjent som Brownian bevegelse, for å bestemme diffusjonskoeffisienten som brukes til å beregne størrelsen på hver partikkel ved hjelp av Stokes-Einstein-ligningen. NTA ble først brukt på måling av elbiler i et biologisk utvalg i 201125. Inntil nylig var det bare to mainstream-selskaper som tilbyr kommersielle NTA-instrumenter29 frem til innføringen av ViewSizer 3000 (heretter referert til som partikkelsporingsinstrumentet) som bruker en kombinasjon av nye maskinvare- og programvareløsninger for å overvinne betydelige begrensninger i andre NTA-teknikker.

Partikkelsporingsinstrumentet karakteriserer nanopartikler i væskeprøver ved å analysere deres brownske bevegelse og karakteriserer større mikronstore partikler ved å analysere gravitasjonsoppgjør. Dette instrumentets unike optiske system, som inkluderer multispektral belysning med tre laserlyskilder (ved 450 nm, 520 nm og 635 nm), gjør det mulig for forskere å analysere et bredt spekter av partikkelstørrelser (f.eksoser, mikrovesicles) samtidig. Et skjema av instrumentoppsettet vises i figur 1.

Her demonstrerer vi hvordan man utfører partikkelstørrelsesfordeling og konsentrasjonsmålinger av isolert mus og menneskelige elbiler ved hjelp av et nytt NTA-instrument.

Figure 1
Figur 1: Optisk system for partikkelsporingsinstrument. NTA-instrumentet lyser opp partikler med tre lasere med følgende bølgelengder: 450 nm, 520 nm, 635 nm. Videoopptak av det spredte lyset fra individuelle partikler oppdages og spores av et digitalt videokamera orientert 90° fra cuvette. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Protocol

Alt arbeid med disse prøvene ble utført i samsvar med institusjonell dyrepleie- og brukskomité og institusjonelle gjennomgangsstyreretningslinjer. En skjematisk oversikt over NTA-metoden er vist i figur 2. Figur 2: Oversikt over NTA-metoden ved hjelp av partikkelsporingsinstrumentet. Prøven fremsti…

Representative Results

Før denne demonstrasjonen ble kalibreringen av instrumentet først testet for å sikre gyldigheten av de oppkjøpte dataene ved å måle størrelsesfordelingen av polystyrenperlestandarder. Vi testet størrelsesfordelingen på 100 nm og 400 nm perler ved hjelp av standard opptaksparametere og behandlingsinnstillingene som anbefales i denne protokollen (Figur 8). For 100 nm polystyrenperlestandard ble det målt en konsentrasjon på 4,205 x 107 partikler…

Discussion

Her demonstrerer vi en protokoll for NTA av elbiler for å måle størrelsesfordelingen av et bredt spekter av partikkelstørrelser samtidig og måle total EV-konsentrasjon i en polydisperseprøve. I denne studien ble musperigonadal fettvev og humant plasma brukt som kilde til elbiler. Imidlertid kan elbiler isolert fra andre vev eller biologiske væsker som serum, urin, spytt, morsmelk, fostervann og cellekultur supernatant også brukes til NTA. Målinger av polystyrenperlestandarder sørget for at instrumentet ble rikt…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av National Institutes of Health (ES030973-01A1, R01ES025225, R01DK066525, P30DK026687, P30DK063608). Vi anerkjenner Jeffrey Bodycomb, ph.d. i HORIBA Instruments Incorporated for hans hjelp til å kalibrere instrumentet.

Materials

1X dPBS VWR 02-0119-1000 To dilute samples
100 nm bead standard Thermo Scientific 3100A To test ViewSizer 3000 calibration
400 nm bead standard Thermo Scientific 3400A To test ViewSizer 3000 calibration
Centrifugal Filter Unit Amicon UFC901024 To filter PBS diluent
Collection tubes, 2 mL Qiagen 19201 For isolation of human plasma extracellular vesicles
Compressed air duster DustOff DPSJB-12 To clean cuvettes
Cuvette insert HORIBA Scientific Provided with purchase of ViewSizer 3000
Cuvette jig HORIBA Scientific To align magnetic stir bar while placing inserts inside cuvette; Provided with purchase of ViewSizer 3000
De-ionized water VWR 02-0201-1000 To clean cuvettes
Desktop computer with monitor, keyboard, mouse, and all necessary cables Dell Provided with purchase of ViewSizer 3000
Ethanol (70-100%) Millipore Sigma To clean cuvettes
ExoQuick ULTRA System Biosciences EQULTRA-20A-1 For isolation of human plasma extracellular vesicles
Glass scintillation vials with lids Thermo Scientific B780020 To clean cuvettes
"Hook" tool Excelta Provided with purchase of ViewSizer 3000
Lint-free microfiber cloth Texwipe TX629 To clean cuvettes and cover work surface
Microcentrifuge tubes, 2 mL Eppendorf 22363344 For isolation of human plasma extracellular vesicles
Stir bar Sp Scienceware F37119-0005
Suprasil Quartz cuvette with cap Agilent Technologies AG1000-0544 Initially provided with purchase of ViewSizer 3000
ViewSizer 3000 HORIBA Scientific Nanoparticle tracking instrument

Referências

  1. Colombo, M., Raposo, G., Théry, C. Biogenesis, secretion, and intercellular interactions of exosomes and other extracellular vesicles. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 30, 255-289 (2014).
  2. Hessvik, N. P., Llorente, A. Current knowledge on exosome biogenesis and release. Cellular and molecular life sciences: CMLS. 75, 193-208 (2018).
  3. Johnstone, R. M., Adam, M., Hammond, J. R., Orr, L., Turbide, C. Vesicle formation during reticulocyte maturation. Association of plasma membrane activities with released vesicles (exosomes). The Journal of Biological Chemistry. 262, 9412-9420 (1987).
  4. Théry, C., Ostrowski, M., Segura, E. Membrane vesicles as conveyors of immune responses. Nature Reviews Immunology. 9, 581-593 (2009).
  5. Yáñez-Mó, M., et al. Biological properties of extracellular vesicles and their physiological functions. Journal of Extracellular Vesicles. 4, 27066 (2015).
  6. Lo Cicero, A., Stahl, A., Raposo, G. Extracellular vesicles shuffling intercellular messages: for good or for bad. Current Opinion in Cell Biology. 35, 69-77 (2015).
  7. Raposo, G., Stoorvogel, W. Extracellular vesicles: exosomes, microvesicles, and friends. The Journal of Cell Biology. 200, 373-383 (2013).
  8. Mathivanan, S., Ji, H., Simpson, R. J. Exosomes: extracellular organelles important in intercellular communication. Journal of Proteomics. 73, 1907-1920 (2010).
  9. Zhang, M., et al. Methods and technologies for exosome isolation and characterization. Small Methods. 2, 1800021 (2018).
  10. Szatanek, R., et al. The methods of choice for extracellular vesicles (EVs) characterization. International Journal of Molecular Sciences. 18, (2017).
  11. Erdbrügger, U., Lannigan, J. Analytical challenges of extracellular vesicle detection: A comparison of different techniques. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 89, 123-134 (2016).
  12. Konoshenko, M. Y., Lekchnov, E. A., Vlassov, A. V., Laktionov, P. P. Isolation of Extracellular Vesicles: General Methodologies and Latest Trends. BioMed Research International. 2018, 1-27 (2018).
  13. Cvjetkovic, A., Lötvall, J., Lässer, C. The influence of rotor type and centrifugation time on the yield and purity of extracellular vesicles. Journal of Extracellular Vesicles. 3, (2014).
  14. Taylor, D. D., Shah, S. Methods of isolating extracellular vesicles impact down-stream analyses of their cargoes. Methods. 87, 3-10 (2015).
  15. Desdín-Micó, G., Mittelbrunn, M. Role of exosomes in the protection of cellular homeostasis. Cell Adhesion & Migration. 11, 127-134 (2017).
  16. Kanemoto, S., et al. Multivesicular body formation enhancement and exosome release during endoplasmic reticulum stress. Biochemical and Biophysical Research Communications. 480, 166-172 (2016).
  17. Benedikter, B. J., et al. Cigarette smoke extract induced exosome release is mediated by depletion of exofacial thiols and can be inhibited by thiol-antioxidants. Free Radical Biology & Medicine. 108, 334-344 (2017).
  18. Saeed-Zidane, M., et al. Cellular and exosome mediated molecular defense mechanism in bovine granulosa cells exposed to oxidative stress. PloS One. 12, 0187569 (2017).
  19. Wang, K., et al. Mechanical stress-dependent autophagy component release via extracellular nanovesicles in tumor cells. ACS Nano. 13, 4589-4602 (2019).
  20. King, H. W., Michael, M. Z., Gleadle, J. M. Hypoxic enhancement of exosome release by breast cancer cells. BMC Cancer. 12, 421 (2012).
  21. Bonzini, M., et al. Short-term particulate matter exposure induces extracellular vesicle release in overweight subjects. Environment Research. 155, 228-234 (2017).
  22. Neri, T., et al. Particulate matter induces prothrombotic microparticle shedding by human mononuclear and endothelial cells. Toxicology In Vitro. 32, 333-338 (2016).
  23. Flaherty, S. E., et al. A lipase-independent pathway of lipid release and immune modulation by adipocytes. Science. 363, 989-993 (2019).
  24. van Niel, G., D’Angelo, G., Raposo, G. Shedding light on the cell biology of extracellular vesicles. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 19, 213-228 (2018).
  25. Dragovic, R. A., et al. Sizing and phenotyping of cellular vesicles using Nanoparticle Tracking Analysis. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 7, 780-788 (2011).
  26. Saveyn, H., et al. Accurate particle size distribution determination by nanoparticle tracking analysis based on 2-D Brownian dynamics simulation. Journal of Colloid and Interface Science. 352, 593-600 (2010).
  27. Vander Meeren, P., Kasinos, M., Saveyn, H. Relevance of two-dimensional Brownian motion dynamics in applying nanoparticle tracking analysis. Methods in Molecular Biology. , 525-534 (2012).
  28. Filipe, V., Hawe, A., Jiskoot, W. Critical evaluation of Nanoparticle Tracking Analysis (NTA) by NanoSight for the measurement of nanoparticles and protein aggregates. Pharmaceutical Research. 27, 796-810 (2010).
  29. Bachurski, D., et al. Extracellular vesicle measurements with nanoparticle tracking analysis – An accuracy and repeatability comparison between NanoSight NS300 and ZetaView. Journal of Extracellular Vesicles. 8, 1596016 (2019).
  30. Varga, Z., et al. Hollow organosilica beads as reference particles for optical detection of extracellular vesicles. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16, 1646-1655 (2018).
  31. Serrano-Pertierra, E., et al. Extracellular vesicles: Current analytical techniques for detection and quantification. Biomolecules. 10, (2020).
  32. Maguire, C. M., Rösslein, M., Wick, P., Prina-Mello, A. Characterisation of particles in solution – a perspective on light scattering and comparative technologies. Science and Technology of Advanced Materials. 19, 732-745 (2018).
  33. Bohren, C. F., Huffman, D. R. . Absorption and Scattering of Light by Small Particles. , (1983).
check_url/pt/62447?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Comfort, N., Cai, K., Bloomquist, T. R., Strait, M. D., Ferrante Jr., A. W., Baccarelli, A. A. Nanoparticle Tracking Analysis for the Quantification and Size Determination of Extracellular Vesicles. J. Vis. Exp. (169), e62447, doi:10.3791/62447 (2021).

View Video