Минимизация постинфузионного портального венозного кровотечения во время внутрипеченочной трансплантации островков у мышей
Summary
Здесь мы представляем усовершенствованные хирургические процедуры по успешному выполнению внутрипортальной трансплантации островков, клинически значимой, но технически сложной хирургической процедуры, у мышей.
Abstract
Хотя печень в настоящее время считается основным местом трансплантации островков человека в клинических условиях, островки пересаживаются под капсулу почки в большинстве доклинических исследований трансплантации островков грызунов. Эта модель обычно используется, потому что трансплантация внутрипеченочных островков мышей технически сложна, и высокий процент мышей может умереть от хирургических осложнений, особенно кровотечения из места инъекции после трансплантации. В этом исследовании демонстрируются две процедуры, которые могут свести к минимуму частоту постинфузионного портального венозного кровотечения. Первый метод применяет рассасывающуюся гемостатическую желатиновую губку к месту инъекции, а второй метод включает в себя проникновение иглы для инъекции островка сначала через жировую ткань, а затем в воротную вену, используя жировую ткань в качестве физического барьера для остановки кровотечения. Оба метода могут эффективно предотвратить смерть мыши, вызванную кровотечением. Был представлен весь участок печени, показывающий распределение островков и доказательства тромбоза островков после трансплантации, типичной особенности для внутрипеченочной трансплантации островков. Эти улучшенные протоколы совершенствуют процедуры внутрипеченочной трансплантации островков и могут помочь лабораториям установить процедуру для изучения выживаемости и функции островков в доклинических условиях.
Introduction
Внутрипортальная трансплантация островков (ИИТ) через воротную вену является наиболее часто используемым методом трансплантации островков человека в клинических условиях. Мышиная модель ИИТ предлагает прекрасную возможность изучить трансплантацию островков и протестировать перспективные интервенционные подходы, которые могут повысить эффективность трансплантации островков1. ИИТ был впервые описан в 1970-х годах и использовался несколькими группами1,2,3,4,5. Он вновь обрел популярность после прорыва в трансплантации островков человека в 20006 году7. Тем не менее, большинство исследований по пересадке островков использовали капсулу почки в качестве предпочтительного места для экспериментальной трансплантации островков из-за ее легкого успеха. Напротив, ИИТ является более технически сложным и реже используется для исследований трансплантации островков8,9. Однако, в отличие от ИИТ, островки, пересаженные под почечную капсулу, не страдают от немедленной опосредованной кровью воспалительной реакции, характеризующейся тромбозом, воспалением и ишемией печеночной ткани, и, таким образом, имеют лучшую функцию, чем островки, пересаженные в печень. Таким образом, модель капсулы почки может не полностью имитировать стрессы, с которыми сталкиваются островки при трансплантации островков человека10,11,12.
Одним из основных осложнений ИИТ у мышей является кровотечение из места инъекции после трансплантации, которое может вызвать 10-30% смертности среди различных штаммов мышей12. В этой статье были разработаны два усовершенствованных подхода для более быстрой и безопасной остановки кровотечения и снижения смертности мышей после ИИТ. Визуальная демонстрация этих уточненных деталей поможет исследователям определить ключевые этапы этой технически сложной процедуры. Кроме того, расположение островковых трансплантатов в печени реципиента было определено гистологическим исследованием окрашенной гематоксилином и эозином (H&E) ткани печени (целый срез), несущей трансплантированные островки.
Protocol
Representative Results
Discussion
В этом исследовании были продемонстрированы две улучшенные процедуры, которые могут предотвратить кровотечение и могут снизить смертность мышей во время мышиного ИИТ. Это исследование позволяет ученым визуализировать модель трансплантации островков, которая является уникальной в и…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Это исследование было поддержано Департаментом по делам ветеранов (VA-ORD BLR & D Merit I01BX004536) и грантами Национального института здравоохранения No 1R01DK105183, DK120394, DK118529, для HW. Мы хотели бы поблагодарить Вас, г-н Майкл Ли и г-жа Линдси Сваби за редактирование языка
Materials
| 10% Neutral buffered formalin v/v | Fisher Scientific | 23426796 | |
| 1 mL Syringe with needle | AHS | AH01T | |
| 20 mL Syringe | BD | 301031 | |
| 25G x 5/8" hypodermic needles | BD | 305122 | |
| Alcohol prep pads, sterile | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Animal Anesthesia system | VetEquip, Inc. | 901806 | |
| Buprenorphine hydrochloride, injection | Par Sterile Products, LLC | NDC 42023-179-05 | |
| Centrifuge tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 0553859A | |
| CMRL-1066 | Corning | 15110CV | |
| DMEM | Corning | 10013CV | |
| Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade | Fisher Scientific | BP2818500 | |
| Extra fine Micro Dissecting scissors 4” straight sharp | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5882 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35011CV | |
| FreeStyle Glucose meter | Abbott | Lite | |
| FreeStyle Blood Glucose test strips | Abbott | Lite | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP) | Pharmacia & Upjohn Company | 34201 | |
| Graefe forceps 4” extra delicate tip | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5136 | |
| Heated pad | Amazon | B07HMKMBKM | |
| Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25” | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-7850 | |
| Insulin syringe with 27-gauge needle | BD | 879588 | |
| Iodine prep pads | Fisher Scientific | 19-027048 | |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Penicillin/streptomycin (P/S) | HyClone | SV30010 | |
| Polypropylene Suture 4-0 | Med-Vet International | MV-8683 | |
| Polypropylene Suture 5-0 | Med-Vet International | MV-8661 | |
| Sodium chloride, 0.9% intravenous solution | VWR | 2B1322Q | |
| Streptozocin (STZ) | Sigma | S0130 | |
| Surgical drape, sterile | Med-Vet International | DR1826 | |
| Tissue Cassette | Fisher Scientific | 22-272416 |
Referências
- Pellegrini, S., Cantarelli, E., Sordi, V., Nano, R., Piemonti, L. The state of the art of islet transplantation and cell therapy in type 1 diabetes. Acta Diabetology. 53 (5), 683-691 (2016).
- Ballinger, W. F., Lacy, P. E. Transplantation of intact pancreatic islets in rats. Surgery. 72 (2), 175-186 (1972).
- Wright, J. R., Hauptfeld, V., Lacy, P. E., et al. Induction of Ia antigen expression on murine islet parenchymal cells does not diminish islet allograft survival. American Journal of Pathology. 134 (2), 237-242 (1989).
- Toyofuku, A., et al. Natural killer T-cells participate in rejection of islet allografts in the liver of mice. Diabetes. 55 (1), 34-39 (2006).
- Goss, J. A., Nakafusa, Y., Finke, E. H., Flye, M. W., Lacy, P. E. Induction of tolerance to islet xenografts in a concordant rat-to-mouse model. Diabetes. 43 (1), 16-23 (1994).
- Hara, M., et al. A mouse model for studying intrahepatic islet transplantation. Transplantation. 78 (4), 615-618 (2004).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- Wang, J., et al. Alpha-1 antitrypsin enhances islet engraftment by suppression of instant blood-mediated inflammatory reaction. Diabetes. 66 (4), 970-980 (2017).
- Gou, W., et al. Alpha-1 antitrypsin suppresses macrophage activation and promotes islet graft survival after intrahepatic islet transplantation. American Journal of Transplantation. , (2020).
- Contreras, J. L., et al. Activated protein C preserves functional islet mass after intraportal transplantation: A novel link between endothelial cell activation, thrombosis, inflammation, and islet cell death. Diabetes. 53 (11), 2804-2814 (2004).
- Moberg, L., et al. Production of tissue factor by pancreatic islet cells as a trigger of detrimental thrombotic reactions in clinical islet transplantation. Lancet. 360 (9350), 2039-2045 (2002).
- Melzi, R., et al. Intrahepatic islet transplant in the mouse: functional and morphological characterization. Cell Transplantation. 17 (12), 1361-1370 (2008).
- Wang, H., et al. Donor treatment with carbon monoxide can yield islet allograft survival and tolerance. Diabetes. 54 (5), 1400-1406 (2005).
- Desai, C. S., et al. Effect of liver histopathology on islet cell engraftment in the model mimicking autologous islet cell transplantation. Islets. 9 (6), 140-149 (2017).
- Cui, W., Angsana, J., Wen, J., Chaikof, E. L. Liposomal formulations of thrombomodulin increase engraftment after intraportal islet transplantation. Cell Transplantation. 19 (11), 1359-1367 (2010).
- Cui, W., et al. Thrombomodulin improves early outcomes after intraportal islet transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (6), 1308-1316 (2009).
- Proto, C., Grasso, G., Fassio, P. G. Hepatoparenchymal clearance of indocyanine green in infectious hepatitis. Giornale di Malattie Infettive e Parassitarie. 20 (9), 845-851 (1968).
- Cabral, F., et al. Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion. Journal of Visualized Experiments. (132), e56993 (2018).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
- Wang, H., et al. Autologous mesenchymal stem cell and islet cotransplantation: Safety and efficacy. Stem Cells Translational Medicine. 7 (1), 11-19 (2018).
