Summary

Глубокая сосудистая визуализация в глазу с помощью ультразвука с усилением потока

Published: October 04, 2021
doi:

Summary

Представлена неинвазивная ультразвуковая методика генерации трехмерных ангиографий в глазу без использования контрастных веществ.

Abstract

Сетчатка в глазу является одной из самых энергоемких тканей в организме и, таким образом, требует высоких скоростей доставки кислорода из богатого кровоснабжения. Капиллярная пластинка сосудистой оболочки выстилает внешнюю поверхность сетчатки и является доминирующим источником кислорода в большинстве сетчаток позвоночных. Тем не менее, это сосудистое русло сложно изобразить с помощью традиционных оптических методов из-за его положения позади сетчатки с высоким поглощением света. Здесь описана высокочастотная ультразвуковая методика с последующим увеличением потока до изображения глубоких сосудистых русл (0,5-3 см) глаза с высоким пространственно-временным разрешением. Этот неинвазивный метод хорошо работает у видов с ядерными эритроцитами (немлекопитающие и фетальные животные модели). Он позволяет генерировать неинвазивные трехмерные ангиографии без использования контрастных веществ и не зависит от углов кровотока с более высокой чувствительностью, чем методы ультразвуковой визуализации на основе допплера.

Introduction

Высокий метаболизм на сетчатке позвоночных накладывает внутренний компромисс между двумя противоположными потребностями; высокая скорость кровотока и легкий путь, лишенный кровеносных сосудов. Чтобы избежать нарушения зрения перфузирующих эритроцитов, сетчатка всех позвоночных получает кислород и питательные вещества через лист капилляров за фоторецепторами, хориокапиллярий1,2,3. Однако этот единственный источник питательных веществ и кислорода накладывает диффузионное ограничение на толщину сетчатки4,5, поэтому многие визуально активные виды обладают различными сложными сосудистыми сетями, чтобы обеспечить дополнительное кровоснабжение этого метаболически активного органа6. Эти сосудистые русла включают кровеносные сосуды, перфузирующие внутренние слои сетчатки у млекопитающих и некоторых рыб4,7,8,9,10, кровеносные сосуды на внутренней (светлой) стороне сетчатки, обнаруженные у многих рыб, рептилий и птиц4,11,12,13, и противоточное сосудистое расположение сосудистой оболочки рыбы, сосудистой оболочки мирабиле, что позволяет генерировать суператмосферные парциальные давления кислорода14,15,16,17,18,19,20. Несмотря на то, что эти дополнительные нехироиоидальные пути для снабжения питательными веществами сетчатки играют важную роль в подпитке метаболических потребностей превосходного зрения4, трехмерная анатомия этих сосудистых структур плохо изучена, что ограничивает наше понимание морфологической эволюции глаза позвоночных.

Традиционно кровоснабжение сетчатки изучалось с использованием оптических методов, таких как офтальмоскопия глазного дна. Эта категория методов обеспечивает высокопроизводительную неразрушающую информацию об анатомии нехироиоидальных кровеносных сосудов в высоком разрешении21 и поэтому легко используется в клинической диагностике аномалий в структуре сосудов сетчатки22. Однако пигментный эпителий сетчатки поглощает проходящий свет и ограничивает глубину обзора в этих оптических методах, обеспечивая уменьшенную информацию о структуре и функции хориоидальной кислоты без использования контрастного вещества21. Аналогичные ограничения глубины наблюдаются при оптической когерентной томографии (ОКТ). Этот метод может генерировать ангиографию глазного дна высокого разрешения с использованием световых волн за счет технического проникновения на глубину23, в то время как расширенная глубинная визуализация OCT может визуализировать сосудистую оболочку за счет качества визуализации сетчатки24. Магнитно-резонансная томография преодолевает оптические ограничения офтальмоскопии и ОКТ и может отображать сосудистые слои в сетчатке, хотя и с низким разрешением25. Гистология и микрокомпьютерная томография (μCT) поддерживают высокое разрешение оптических методов и предоставляют информацию о морфологии сосудов всего глаза4, но оба метода требуют забора глаз и поэтому невозможны в клинике или редких или исчезающих видах. Чтобы преодолеть некоторые из ограничений этих установленных методов визуализации сетчатки, в исследовании здесь представлен протокол ультразвука на анестезированных животных, где движение крови отображается in silico на серии равноразмерных двумерных ультразвуковых сканирований, охватывающих весь глаз, путем применения сопоставимой техники, описанной ранее для эмбриональной и сердечно-сосудистой визуализации26,27, 28 и в ОКТ ангиографии29. Этот подход позволяет генерировать неинвазивные трехмерные глубокие глазные ангиографии без использования контрастного вещества и открывает новые возможности для картирования распределения кровотока в глазу между видами.

Protocol

Приведенный ниже протокол был выполнен с разрешения Датской инспекции по экспериментам на животных в рамках Министерства продовольствия, сельского хозяйства и рыболовства Дании, Датского управления ветеринарии и продовольствия (номер разрешения 2016-15-0201-00835). 1. Анестезия…

Representative Results

Ультразвуковой метод с усилением потока для изображения сосудистых русл глаза может применяться у целого ряда видов и в настоящее время используется у 46 различных видов позвоночных (рисунок 1, таблица 1). Наличие ядерных эритроцитов у позвоночных, не являющихся…

Discussion

Визуализация сосудов с использованием ультразвука с усилением потока обеспечивает новый метод неинвазивной визуализации сосудистой системы глаза, который предлагает несколько преимуществ по сравнению с существующими методами, но имеет свои внутренние ограничения. Основным преимущ…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа получила финансирование от Фонда Carlsberg (CF17-0778; CF18-0658), Фонд Лундбека (R324-2019-1470; R346-2020-1210), Фонды Velux (00022458), Фонд А.П. Мёллера по развитию медицинской науки, исследовательская и инновационная программа Европейского Союза Horizon 2020 в рамках грантового соглашения Марии Склодовской-Кюри (No 754513) и Исследовательский фонд Орхусского университета.

Materials

MS-222 Sigma E10521-50G
Benzocaine Sigma E-1501
Propofol B Braun
12260470_0320
Alfaxalon Jurox NA
Isoflurane Zoetis 50019100
Ultrasound scanner VisualSonics Vevo 2100

Referências

  1. Yu, C. Q., Schwab, I. R., Dubielzig, R. R. Feeding the vertebrate retina from the Cambrian to the Tertiary. Journal of Zoology. 278 (4), 259-269 (2009).
  2. Yu, D. Y., Cringle, S. J. Oxygen distribution and consumption within the retina in vascularised and avascular retinas and in animal models of retinal disease. Progress in Retinal and Eye Research. 20 (2), 175-208 (2001).
  3. Country, M. W. Retinal metabolism: A comparative look at energetics in the retina. Brain Research. 1672, 50-57 (2017).
  4. Damsgaard, C., et al. Retinal oxygen supply shaped the functional evolution of the vertebrate eye. Elife. , 8 (2019).
  5. Buttery, R. G., Hinrichsen, C. F. L., Weller, W. L., Haight, J. R. How thick should a retina be? A comparative study of mammalian species with and without intraretinal vasculature. Vision Research. 31 (2), 169-187 (1991).
  6. Ames, A., Li, Y., Heher, E., Kimble, C. Energy metabolism of rabbit retina as related to function: high cost of Na+ transport. The Journal of Neuroscience. 12 (3), 840-853 (1992).
  7. Chase, J. The Evolution of retinal vascularization in mammals: A comparison of vascular and avascular retinae. Ophthalmology. 89 (12), 1518-1525 (1982).
  8. Johnson, G. L. Ophthalmoscopic studies on the eyes of mammals. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 254 (794), 207-220 (1968).
  9. Johnson, G. L. I. Contributions to the comparative anatomy of the mammalian eye, chiefly based on ophthalmoscopic examination. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 194 (194-206), 1-82 (1901).
  10. Rodriguez-Ramos Fernandez, J., Dubielzig, R. R. Ocular comparative anatomy of the family Rodentia. Veterinary Ophthalmology. 16, 94-99 (2013).
  11. Copeland, D. E. Functional vascularization of the teleost eye. Current Topics in Eye Research. 3, 219-280 (1980).
  12. Meyer, D. B., Crescitelli, F. . The Visual System in Vertebrates. Handbook of Sensory Physiology. 7, (1977).
  13. Potier, S., Mitkus, M., Kelber, A. Visual adaptations of diurnal and nocturnal raptors. Seminars in Cell & Developmental Biology. 106, 116-126 (2020).
  14. Wittenberg, J. B., Wittenberg, B. A. Active secretion of oxygen into the eye of fish. Nature. 194, 106-107 (1962).
  15. Damsgaard, C. Physiology and evolution of oxygen secreting mechanism in the fisheye. Comparative Biochemistry and Physiology. 252, 110840 (2021).
  16. Damsgaard, C., et al. A novel acidification mechanism for greatly enhanced oxygen supply to the fish retina. Elife. 9, (2020).
  17. Wittenberg, J. B., Haedrich, R. L. The choroid rete mirabile of the fish eye. II. Distribution and relation to the pseudobranch and to the swimbladder rete mirabile. Biological Bulletin. 146 (1), 137-156 (1974).
  18. Wittenberg, J. B., Wittenberg, B. A. The choroid rete mirabile of the fish eye. I. Oxygen secretion and structure: comparison with the swimbladder rete mirabile. Biological Bulletin. 146 (1), 116-136 (1974).
  19. Berenbrink, M. Historical reconstructions of evolving physiological complexity: O2 secretion in the eye and swimbladder of fishes. Journal of Experimental Biology. 210, 1641-1652 (2007).
  20. Berenbrink, M., Koldkjaer, P., Kepp, O., Cossins, A. R. Evolution of oxygen secretion in fishes and the emergence of a complex physiological system. Science. 307 (5716), 1752-1757 (2005).
  21. Keane, P. A., Sadda, S. R. Retinal imaging in the twenty-first century: State of the art and future directions. Ophthalmology. 121 (12), 2489-2500 (2014).
  22. Yung, M., Klufas, M. A., Sarraf, D. Clinical applications of fundus autofluorescence in retinal disease. International Journal of Retina and Vitreous. 2 (1), 12 (2016).
  23. Ang, M., et al. Optical coherence tomography angiography: a review of current and future clinical applications. Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 256 (2), 237-245 (2018).
  24. Spaide, R. F., Koizumi, H., Pozonni, M. C. Enhanced depth imaging spectral-domain optical coherence tomography. American Journal of Ophthalmology. 146 (4), 496-500 (2008).
  25. Shen, Q., et al. Magnetic resonance imaging of tissue and vascular layers in the cat retina. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 23 (4), 465-472 (2006).
  26. Tan, G. X., Jamil, M., Tee, N. G., Zhong, L., Yap, C. H. 3D reconstruction of chick embryo vascular geometries using non-invasive high-frequency ultrasound for computational fluid dynamics studies. Annals of Biomedical Engineering. 43 (11), 2780-2793 (2015).
  27. Ho, S., Tan, G. X. Y., Foo, T. J., Phan-Thien, N., Yap, C. H. Organ dynamics and fluid dynamics of the HH25 chick embryonic cardiac ventricle as revealed by a novel 4D high-frequency ultrasound imaging technique and computational flow simulations. Annals of Biomedical Engineering. 45 (10), 2309-2323 (2017).
  28. Dittrich, A., Thygesen, M. M., Lauridsen, H. 2D and 3D echocardiography in the Axolotl (Ambystoma Mexicanum). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (141), e57089 (2018).
  29. Jia, Y., et al. Split-spectrum amplitude-decorrelation angiography with optical coherence tomography. Optics Express. 20 (4), 4710-4725 (2012).
  30. Clarke, K. W., Trim, C. M., Trim, C. M. . Veterinary Anaesthesia E-Book. , (2013).
  31. Flecknell, P. . Laboratory Animal Anaesthesia. , (2015).
  32. West, G., Heard, D., Caulkett, N. . Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia. , (2014).
  33. Lauridsen, H., Hansen, K., Nørgård, M. &. #. 2. 1. 6. ;., Wang, T., Pedersen, M. From tissue to silicon to plastic: three-dimensional printing in comparative anatomy and physiology. Royal Society Open Science. 3 (3), 150643 (2016).
  34. Lauridsen, H., et al. Inside out: Modern imaging techniques to reveal animal anatomy. PLoS One. 6 (3), 17879 (2011).
  35. Ruthensteiner, B., Heß, M. Embedding 3D models of biological specimens in PDF publications. Microscopy Research and Technique. 71 (11), 778-786 (2008).
  36. Damsgaard, C., Lauridsen, H. Deep vascular imaging in the eye with flow-enhanced ultrasound. bioRxiv. , 447055 (2021).
  37. Mueller, R. L., Ryan Gregory, T., Gregory, S. M., Hsieh, A., Boore, J. L. Genome size, cell size, and the evolution of enucleated erythrocytes in attenuate salamanders. Zoology. 111 (3), 218-230 (2008).
  38. Greis, C. Quantitative evaluation of microvascular blood flow by contrast-enhanced ultrasound (CEUS). Clinical Hemorheology and Microcirculation. 49, 137-149 (2011).
  39. Urs, R., Ketterling, J. A., Tezel, G., Silverman, R. H. Contrast-enhanced plane-wave ultrasound imaging of the rat eye. Experimental Eye Research. 193, 107986 (2020).
  40. Walls, G. L. . The vertebrate eye and its adaptive radiation. , (1942).

Play Video

Citar este artigo
Damsgaard, C., Lauridsen, H. Deep Vascular Imaging in the Eye with Flow-Enhanced Ultrasound. J. Vis. Exp. (176), e62986, doi:10.3791/62986 (2021).

View Video