Summary

생체 계면활성제의 조합을 사용한 향상된 오일 회수

Published: June 03, 2022
doi:

Summary

우리는 미생물을 생산하는 생체 계면 활성제의 스크리닝 및 확인에 관련된 방법을 설명합니다. 크로마토그래피 특성화 및 생체계면활성제의 화학적 동정을 위한 방법, 잔류 오일 회수를 증진시키는 생체계면활성제의 산업적 응용성을 결정하기 위한 방법들 또한 제시된다.

Abstract

생체 계면활성제는 서로 다른 극성의 두 단계 사이의 표면 장력을 감소시킬 수 있는 표면 활성 화합물이다. 생체 계면활성제는 독성이 적고, 생분해성이 높으며, 환경 적합성 및 극한의 환경 조건에 대한 내성으로 인해 화학 계면활성제에 대한 유망한 대안으로 부상하고 있습니다. 여기에서, 우리는 생체 계면활성제를 생산할 수 있는 미생물의 스크리닝에 사용되는 방법을 예시한다. 미생물을 생산하는 생체계면활성제는 방울 붕괴, 오일 확산 및 유화 지수 분석을 사용하여 확인되었다. 생체계면활성제 생산은 미생물 부재의 성장에 의한 배지의 표면 장력의 감소를 결정함으로써 검증되었다. 우리는 또한 생체 계면 활성제의 특성화 및 확인과 관련된 방법을 설명합니다. 추출된 생체계면활성제의 박층 크로마토그래피에 이어 플레이트의 시등 염색을 수행하여 생체계면활성제의 성질을 확인하였다. LCMS, 1HNMR, 및 FT-IR을 사용하여 생체계면활성제를 화학적으로 동정하였다. 우리는 시뮬레이션된 샌드 팩 컬럼에서 잔류 오일 회수를 향상시키기 위해 생산된 바이오계면활성제의 조합의 적용을 평가하는 방법을 추가로 예시한다.

Introduction

생체 계면 활성제는 두 단계1 사이의 표면 및 계면 장력을 감소시킬 수있는 능력을 가진 미생물에 의해 생성 된 양친매성 표면 활성 분자입니다. 전형적인 생체계면활성제는 일반적으로 당 모이어티 또는 펩티드 사슬 또는 친수성 아미노산 및 포화 또는 불포화 지방산 사슬로 구성되는 소수성 부분2로 구성되는 친수성 부분을 함유한다. 양친매성 특성으로 인해, 생체 계면활성제는 두 상 사이의 계면에서 조립되고 경계에서 계면 장력을 감소시켜 한 상을 다른 1,3으로 분산시키는 것을 용이하게합니다. 지금까지 보고된 다양한 유형의 생체계면활성제에는 탄수화물이 에스테르 결합을 통해 장쇄 지방족 또는 히드록시지방족 산에 연결되는 당지질(예를 들어, 람놀리지질, 트레할로지질 및 소포리지질), 지질이 폴리펩티드 사슬에 부착되는 리포펩티드(예를 들어, 수록실 및 리케니신), 및 일반적으로 다당류-단백질 복합체로 구성되는 고분자 생체계면활성제(예를 들어, 에뮬산, 리포산, 알라산 및 리포만난)4. 미생물에 의해 생산된 다른 유형의 생체계면활성제는 지방산, 인지질, 중성 지질, 및 미립자 생물계면활성제(5)를 포함한다. 생체 계면 활성제의 가장 많이 연구 된 부류는 당지질이며, 그 중 대부분의 연구는 람 놀리 지질6에 대해보고되었습니다. 람놀리피드는 장쇄 지방산(보통 하이드록시데칸산)의 하나 또는 두 개의 분자에 연결된 람노스(친수성 부분을 형성하는)의 하나 또는 두 개의 분자를 함유한다. 람놀리피드는 슈도모나스 aeruginosa7로부터 처음 보고된 일차 당지질이다.

생체 계면 활성제는 그들이 제공하는 다양한 독특하고 독특한 특성으로 인해 화학 물질에 비해 점점 더 많은 관심을 얻고 있습니다8. 여기에는 더 높은 특이성, 낮은 독성, 더 큰 다양성, 준비 용이성, 더 높은 생분해성, 더 나은 발포성, 환경 적합성 및 극한 조건 하에서의 활성이포함됩니다 9. 생체계면활성제의 구조적 다양성(도 S1)은 화학적 대응물(10)에 비해 우위를 제공하는 또 다른 이점이다. 그들은 일반적으로 그들의 임계 미셀 농도 (CMC)가 일반적으로 화학 계면활성제11보다 몇 배 낮기 때문에 더 낮은 농도에서 더 효과적이고 효율적입니다. 이 제품은 매우 열안정성(최대 100°C)이며 더 높은 pH(최대 9개) 및 높은 염 농도(최대 50g/L)를 견딜 수 있는 것으로 보고되었으며12 따라서 극한 조건에 노출되어야 하는 산업 공정에서 몇 가지 이점을 제공합니다13. 생분해성과 낮은 독성으로 인해 생물 개선과 같은 환경 응용 분야에 적합합니다. 그들이 제공하는 장점 때문에, 그들은 식품, 농업, 세제, 화장품 및 석유 산업과 같은 다양한 산업에서 주목을 받고 있습니다11. 생체 계면 활성제는 또한 석유 오염 물질 및 독성 오염 물질(14)의 제거를위한 오일 개선에 많은 주목을 받았다.

여기서 우리는 Rhodococcus sp. IITD102, Lysinibacillus sp. IITD104 및 Paenibacillus sp. IITD108에 의해 생산 된 생체 계면 활성제의 생산, 특성화 및 적용을보고합니다. 향상된 오일 회수를 위한 생체계면활성제의 조합의 스크리닝, 특성화 및 적용에 관련된 단계는 도 1에 요약되어 있다.

Figure 1
도 1: 생체계면활성제의 조합을 이용한 향상된 오일 회수를 위한 방법. 단계적 작업 흐름이 표시됩니다. 작업은 네 단계로 수행되었습니다. 먼저 미생물 균주를 배양하고 낙하 붕괴 분석, 오일 확산 분석, 유화 지수 분석 및 표면 장력 측정을 포함하는 다양한 분석법에 의해 생체 계면활성제의 생산을 스크리닝하였다. 그런 다음 무세포 배양액에서 생체 계면 활성제를 추출하고 박층 크로마토그래피를 사용하여 그 성질을 확인하고 LCMS, NMR 및 FT-IR을 사용하여 추가로 확인했습니다. 다음 단계에서, 추출된 생체계면활성제를 함께 혼합하고, 생성된 혼합물의 향상된 오일 회수를 위한 잠재성을 샌드 팩 컬럼 기술을 사용하여 결정하였다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

생체계면활성제를 생산하기 위한 이들 미생물 균주의 스크리닝은 방울 붕괴, 오일 확산, 에멀젼 지수 분석 및 미생물의 성장에 의한 무세포 배지의 표면 장력의 감소의 결정에 의해 수행되었다. 생체계면활성제를 추출하고, 특성화하고, LCMS, 1H NMR, 및 FT-IR에 의해 화학적으로 동정하였다. 마지막으로, 이들 미생물에 의해 생성된 생체계면활성제의 혼합물이 제조되었고, 모의 샌드 팩 컬럼에서 잔류 오일을 회수하는데 사용되었다.

본 연구는 단지 잔류 오일 회수를 증진시키기 위한 생체계면활성제 조합의 스크리닝, 동정, 구조적 특성화 및 적용에 관여하는 방법들을 예시한다. 미생물 균주(15,16)에 의해 생산된 생체계면활성제의 상세한 기능적 특성화를 제공하지 않는다. 모든 생체 계면활성제의 상세한 기능적 특성화를 위해 임계 미셀 결정, 열 중량 분석, 표면 습윤성 및 생분해성과 같은 다양한 실험이 수행됩니다. 그러나이 논문은 방법 논문이기 때문에 잔류 오일 회수 강화에 대한 생체 계면 활성제 조합의 스크리닝, 식별, 구조적 특성화 및 적용에 중점을 둡니다. 이러한 실험은 본 연구에 포함되지 않았다.

Protocol

1. 미생물 균주의 성장 Luria Broth 분말 2g을 재고 250mL 원뿔형 플라스크에 증류수 50mL를 첨가합니다. 분말이 완전히 용해 될 때까지 내용물을 혼합하고 증류수를 사용하여 부피를 100 mL로 구성하십시오. 마찬가지로, Luria Broth 100mL의 플라스크를 두 개 더 준비하고 플라스크의 목에 면봉을 놓습니다. 면 플러그를 알루미늄 호일로 덮고 플라스크를 121°C 및 15 psi에서 15?…

Representative Results

세 개의 박테리아 균주(로도코커스 sp. IITD102, 리시니바실러스 sp. IITD104, 및 파이니바실러스 sp. IITD108)를 낙하 붕괴 분석, 오일 변위 분석, 에멀젼 지수 분석, 및 표면 장력 감소를 포함하는 다양한 검정에 의해 생체계면활성제의 생산을 스크리닝하였다. 세 가지 박테리아 균주 모두의 무세포 상청액 및 화학적 계면활성제의 용액은 방울 붕괴를 초래하였고, 따라서, 생체계면활성…

Discussion

생체 계면활성제는 화학적 계면활성제에 대한 매력적인 대안이되고있는 생물학적 활성 성분의 가장 다재다능한 그룹 중 하나입니다. 그들은 세제, 페인트, 화장품, 식품, 제약, 농업, 석유 및 수처리와 같은 수많은 산업에서 더 나은 젖음성, 낮은 CMC, 다양한 구조 및 환경 친화성으로 인해 광범위한 응용 분야를 가지고 있습니다18. 이로 인해 생체 계면 활성제 생산이 가능한 더 많…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

저자들은 재정 지원에 대한 인도 정부의 생명 공학부에 감사하고 싶습니다.

Materials

1 ml pipette Eppendorf, Germany G54412G
1H NMR Bruker Avance AV-III type spectrometer,USA
20 ul pipette Thermo scientific, USA H69820
Autoclave JAISBO, India Ser no 5923 Jain Scientific
Blue flame burner Rocker scientific, Taiwan dragon 200
Butanol GLR inovations, India GLR09.022930
C18 column Agilent Technologies, USA 770995-902
Centrifuge Eppendorf, Germany 5810R
Chloroform Merck, India 1.94506.2521
Chloroform-d SRL, India 57034
Falcon tubes Tarsons, India 546041 Radiation sterilized polypropylene
FT-IR Thermo Fisher Scientific, USA  Nicolet iS50
Fume hood Khera, India 47408 Customied
glacial acetic acid Merck, India 1.93002
Glass beads Merck, India 104014
Glass slides Polar industrial Corporation, USA Blue Star 75 mm * 25 mm
Glass wool Merk, India 104086
Hydrochloric acid Merck, India 1003170510
Incubator Thermo Scientific, USA MaxQ600 Shaking incubator
Incubator Khera, India Sunbim
Iodine resublimed Merck, India 231-442-4  resublimed Granules
K12 –Kruss tensiometer Kruss Scientific, Germany K100
Laminar air flow cabnet Thermo Scientific, China 1300 Series A2
LCMS Agilent Technologies, USA 1260 Infinity II
Luria Broth HIMEDIA, India M575-500G Powder
Methanol Merck, India 107018
Ninhydrin Titan Biotech Limited, India 1608
p- anisaldehyde Sigma, USA 204-602-6
Petri plate Tarsons, India 460090-90 MM Radiation sterilized polypropylene
Saponin Merck, India 232-462-6
Sodium chloride Merck, India 231-598-3
Test tubes Borosil, India 9800U06 Glass tubes
TLC plates Merck, India 1055540007
Vortex GeNei, India 2006114318
Water Bath Julabo, India SW21C

Referências

  1. Desai, J. D., Banat, I. M. Microbial production of surfactants and their commercial potential. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 61 (1), 47-64 (1997).
  2. Banat, I. M. Biosurfactants production and possible uses in microbial enhanced oil recovery and oil pollution remediation: a review. Bioresource Technology. 51 (1), 1-12 (1995).
  3. Singh, A., Van Hamme, J. D., Ward, O. P. Surfactants in microbiology and biotechnology: Part 2. Application aspects. Biotechnology Advances. 25 (1), 99-121 (2007).
  4. Shah, N., Nikam, R., Gaikwad, S., Sapre, V., Kaur, J. Biosurfactant: types, detection methods, importance and applications. Indian Journal of Microbiology Research. 3 (1), 5-10 (2016).
  5. McClements, D. J., Gumus, C. E. Natural emulsifiers-Biosurfactants, phospholipids, biopolymers, and colloidal particles: Molecular and physicochemical basis of functional performance. Advances in Colloid and Interface Science. 234, 3-26 (2016).
  6. Nguyen, T. T., Youssef, N. H., McInerney, M. J., Sabatini, D. A. Rhamnolipid biosurfactant mixtures for environmental remediation. Water Research. 42 (6-7), 1735-1743 (2008).
  7. Maier, R. M., Soberon-Chavez, G. Pseudomonas aeruginosa rhamnolipids: biosynthesis and potential applications. Applied Microbiology and Biotechnology. 54 (5), 625-633 (2000).
  8. Banat, I. M., Makkar, R. S., Cameotra, S. S. Potential commercial applications of microbial surfactants. Applied Microbiology and Biotechnology. 53 (5), 495-508 (2000).
  9. Mulugeta, K., Kamaraj, M., Tafesse, M., Aravind, J. A review on production, properties, and applications of microbial surfactants as a promising biomolecule for environmental applications. Strategies and Tools for Pollutant Mitigation: Avenues to a Cleaner Environment. , 3-28 (2021).
  10. Sharma, J., Sundar, D., Srivastava, P. Biosurfactants: Potential agents for controlling cellular communication, motility, and antagonism. Frontiers in Molecular Biosciences. 8, 727070 (2021).
  11. Vijayakumar, S., Saravanan, V. Biosurfactants-types, sources and applications. Research Journal of Microbiology. 10 (5), 181-192 (2015).
  12. Curiel-Maciel, N. F., et al. Characterization of enterobacter cloacae BAGM01 producing a thermostable and alkaline-tolerant rhamnolipid biosurfactant from the Gulf of Mexico. Marine Biotechnology. 23 (1), 106-126 (2021).
  13. Nikolova, C., Gutierrez, T. Biosurfactants and their applications in the oil and gas industry: current state of knowledge and future perspectives. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 9, (2021).
  14. Rastogi, S., Tiwari, S., Ratna, S., Kumar, R. Utilization of agro-industrial waste for biosurfactant production under submerged fermentation and its synergistic application in biosorption of Pb2. Bioresource Technology Reports. 15, 100706 (2021).
  15. Zargar, A. N., Lymperatou, A., Skiadas, I., Kumar, M., Srivastava, P. Structural and functional characterization of a novel biosurfactant from Bacillus sp. IITD106. Journal of Hazardous Materials. 423, 127201 (2022).
  16. Adnan, M., et al. Functional and structural characterization of pediococcus pentosaceus-derived biosurfactant and its biomedical potential against bacterial adhesion, quorum sensing, and biofilm formation. Antibiotics. 10 (11), 1371 (2021).
  17. Du Nouy, P. L. A new apparatus for measuring surface tension. The Journal of General Physiology. 1 (5), 521-524 (1919).
  18. Akbari, S., Abdurahman, N. H., Yunus, R. M., Fayaz, F., Alara, O. R. Biosurfactants-a new frontier for social and environmental safety: a mini review. Biotechnology Research and Innovation. 2 (1), 81-90 (2018).
  19. Bicca, F. C., Fleck, L. C., Ayub, M. A. Z. Production of biosurfactant by hydrocarbon degrading Rhodococcus ruber and Rhodococcus erythropolis. Revista de Microbiologia. 30 (3), 231-236 (1999).
  20. Kuyukina, M. S., et al. Recovery of Rhodococcus biosurfactants using methyl tertiary-butyl ether extraction. Journal of Microbiological Methods. 46 (2), 149-156 (2001).
  21. Philp, J., et al. Alkanotrophic Rhodococcus ruber as a biosurfactant producer. Applied Microbiology and Biotechnology. 59 (2), 318-324 (2002).
  22. Mutalik, S. R., Vaidya, B. K., Joshi, R. M., Desai, K. M., Nene, S. N. Use of response surface optimization for the production of biosurfactant from Rhodococcus spp. MTCC 2574. Bioresource Technology. 99 (16), 7875-7880 (2008).
  23. Shavandi, M., Mohebali, G., Haddadi, A., Shakarami, H., Nuhi, A. Emulsification potential of a newly isolated biosurfactant-producing bacterium, Rhodococcus sp. strain TA6. Colloids and Surfaces B, Biointerfaces. 82 (2), 477-482 (2011).
  24. White, D., Hird, L., Ali, S. Production and characterization of a trehalolipid biosurfactant produced by the novel marine bacterium Rhodococcus sp., strain PML026. Journal of Applied Microbiology. 115 (3), 744-755 (2013).
  25. Najafi, A., et al. Interactive optimization of biosurfactant production by Paenibacillus alvei ARN63 isolated from an Iranian oil well. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 82 (1), 33-39 (2011).
  26. Bezza, F. A., Chirwa, E. M. N. Pyrene biodegradation enhancement potential of lipopeptide biosurfactant produced by Paenibacillus dendritiformis CN5 strain. Journal of Hazardous Materials. 321, 218-227 (2017).
  27. Jimoh, A. A., Lin, J. Biotechnological applications of Paenibacillus sp. D9 lipopeptide biosurfactant produced in low-cost substrates. Applied Biochemistry and Biotechnology. 191 (3), 921-941 (2020).
  28. Liang, T. -. W., et al. Exopolysaccharides and antimicrobial biosurfactants produced by Paenibacillus macerans TKU029. Applied Biochemistry and Biotechnology. 172 (2), 933-950 (2014).
  29. Mesbaiah, F. Z., et al. Preliminary characterization of biosurfactant produced by a PAH-degrading Paenibacillus sp. under thermophilic conditions. Environmental Science and Pollution Research. 23 (14), 14221-14230 (2016).
  30. Quinn, G. A., Maloy, A. P., McClean, S., Carney, B., Slater, J. W. Lipopeptide biosurfactants from Paenibacillus polymyxa inhibit single and mixed species biofilms. Biofouling. 28 (10), 1151-1166 (2012).
  31. Gudiña, E. J., et al. Novel bioemulsifier produced by a Paenibacillus strain isolated from crude oil. Microbial Cell Factories. 14 (1), 1-11 (2015).
  32. Pradhan, A. K., Pradhan, N., Sukla, L. B., Panda, P. K., Mishra, B. K. Inhibition of pathogenic bacterial biofilm by biosurfactant produced by Lysinibacillus fusiformis S9. Bioprocess and Biosystems Engineering. 37 (2), 139-149 (2014).
  33. Manchola, L., Dussán, J. Lysinibacillus sphaericus and Geobacillus sp biodegradation of petroleum hydrocarbons and biosurfactant production. Remediation Journal. 25 (1), 85-100 (2014).
  34. Bhardwaj, G., Cameotra, S. S., Chopra, H. K. Biosurfactant from Lysinibacillus chungkukjangi from rice bran oil sludge and potential applications. Journal of Surfactants and Detergents. 19 (5), 957-965 (2016).
  35. Gaur, V. K., et al. Rhamnolipid from a Lysinibacillus sphaericus strain IITR51 and its potential application for dissolution of hydrophobic pesticides. Bioresource Technology. 272, 19-25 (2019).
  36. Habib, S., et al. Production of lipopeptide biosurfactant by a hydrocarbon-degrading Antarctic Rhodococcus. International Journal of Molecular Sciences. 21 (17), 6138 (2020).
  37. Shao, P., Ma, H., Zhu, J., Qiu, Q. Impact of ionic strength on physicochemical stability of o/w emulsions stabilized by Ulva fasciata polysaccharide. Food Hydrocolloids. 69, 202-209 (2017).
  38. . Overview of DLVO theory Available from: https://archive-ouverte.unige.ch/unige:148595 (2014)
  39. Kazemzadeh, Y., Ismail, I., Rezvani, H., Sharifi, M., Riazi, M. Experimental investigation of stability of water in oil emulsions at reservoir conditions: Effect of ion type, ion concentration, and system pressure. Fuel. 243, 15-27 (2019).
  40. Chong, H., Li, Q. Microbial production of rhamnolipids: opportunities, challenges and strategies. Microbial Cell Factories. 16 (1), 1-12 (2017).
  41. Zeng, G., et al. Co-degradation with glucose of four surfactants, CTAB, Triton X-100, SDS and Rhamnolipid, in liquid culture media and compost matrix. Biodegradation. 18 (3), 303-310 (2007).
  42. Liu, G., et al. Advances in applications of rhamnolipids biosurfactant in environmental remediation: a review. Biotechnology and Bioengineering. 115 (4), 796-814 (2018).
  43. John, W. C., Ogbonna, I. O., Gberikon, G. M., Iheukwumere, C. C. Evaluation of biosurfactant production potential of Lysinibacillus fusiformis MK559526 isolated from automobile-mechanic-workshop soil. Brazilian Journal of Microbiology. 52 (2), 663-674 (2021).
  44. Naing, K. W., et al. Isolation and characterization of an antimicrobial lipopeptide produced by Paenibacillus ehimensis MA2012. Journal of Basic Microbiology. 55 (7), 857-868 (2015).
  45. Wittgens, A., et al. Novel insights into biosynthesis and uptake of rhamnolipids and their precursors. Applied Microbiology and Biotechnology. 101 (7), 2865-2878 (2017).
  46. Rahman, K., Rahman, T. J., McClean, S., Marchant, R., Banat, I. M. Rhamnolipid biosurfactant production by strains of Pseudomonas aeruginosa using low-cost raw materials. Biotechnology Progress. 18 (6), 1277-1281 (2002).
  47. Bahia, F. M., et al. Rhamnolipids production from sucrose by engineered Saccharomyces cerevisiae. Scientific Reports. 8 (1), 1-10 (2018).
  48. Kim, C. H., et al. Desorption and solubilization of anthracene by a rhamnolipid biosurfactant from Rhodococcus fascians. Water Environment Research. 91 (8), 739-747 (2019).
  49. Nalini, S., Parthasarathi, R. Optimization of rhamnolipid biosurfactant production from Serratia rubidaea SNAU02 under solid-state fermentation and its biocontrol efficacy against Fusarium wilt of eggplant. Annals of Agrarian Science. 16 (2), 108-115 (2018).
  50. Wang, Q., et al. Engineering bacteria for production of rhamnolipid as an agent for enhanced oil recovery. Biotechnology and Bioengineering. 98 (4), 842-853 (2007).
  51. Câmara, J., Sousa, M., Neto, E. B., Oliveira, M. Application of rhamnolipid biosurfactant produced by Pseudomonas aeruginosa in microbial-enhanced oil recovery (MEOR). Journal of Petroleum Exploration and Production Technology. 9 (3), 2333-2341 (2019).
  52. Amani, H., Mehrnia, M. R., Sarrafzadeh, M. H., Haghighi, M., Soudi, M. R. Scale up and application of biosurfactant from Bacillus subtilis in enhanced oil recovery. Applied Biochemistry and Biotechnology. 162 (2), 510-523 (2010).
  53. Gudiña, E. J., et al. Bioconversion of agro-industrial by-products in rhamnolipids toward applications in enhanced oil recovery and bioremediation. Bioresource Technology. 177, 87-93 (2015).
  54. Sun, G., Hu, J., Wang, Z., Li, X., Wang, W. Dynamic investigation of microbial activity in microbial enhanced oil recovery (MEOR). Petroleum Science and Technology. 36 (16), 1265-1271 (2018).
  55. Jha, S. S., Joshi, S. J., SJ, G. Lipopeptide production by Bacillus subtilis R1 and its possible applications. Brazilian Journal of Microbiology. 47 (4), 955-964 (2016).
  56. Darvishi, P., Ayatollahi, S., Mowla, D., Niazi, A. Biosurfactant production under extreme environmental conditions by an efficient microbial consortium, ERCPPI-2. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 84 (2), 292-300 (2011).
  57. Al-Wahaibi, Y., et al. Biosurfactant production by Bacillus subtilis B30 and its application in enhancing oil recovery. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 114, 324-333 (2014).
  58. Moutinho, L. F., Moura, F. R., Silvestre, R. C., Romão-Dumaresq, A. S. Microbial biosurfactants: A broad analysis of properties, applications, biosynthesis, and techno-economical assessment of rhamnolipid production. Biotechnology Progress. 37 (2), 3093 (2021).
  59. Youssef, N., Simpson, D. R., McInerney, M. J., Duncan, K. E. In-situ lipopeptide biosurfactant production by Bacillus strains correlates with improved oil recovery in two oil wells approaching their economic limit of production. International Biodeterioration & Biodegradation. 81, 127-132 (2013).
  60. Ruckenstein, E., Nagarajan, R. Critical micelle concentration and the transition point for micellar size distribution. The Journal of Physical Chemistry. 85 (20), 3010-3014 (1981).
  61. de Araujo, L. L., et al. Microbial enhanced oil recovery using a biosurfactant produced by Bacillus safensis isolated from mangrove microbiota-Part I biosurfactant characterization and oil displacement test. Journal of Petroleum Science and Engineering. 180, 950-957 (2019).
  62. Banat, I. M., De Rienzo, M. A. D., Quinn, G. A. Microbial biofilms: biosurfactants as antibiofilm agents. Applied Microbiology and Biotechnology. 98 (24), 9915-9929 (2014).
  63. Klosowska-Chomiczewska, I., Medrzycka, K., Karpenko, E. Biosurfactants-biodegradability, toxicity, efficiency in comparison with synthetic surfactants. Research and Application of New Technologies in Wastewater Treatment and Municipal Solid Waste Disposal in Ukraine, Sweden, and Poland. 17, 141-149 (2013).
  64. Fernandes, P. A. V., et al. Antimicrobial activity of surfactants produced by Bacillus subtilis R14 against multidrug-resistant bacteria. Brazilian Journal of Microbiology. 38 (4), 704-709 (2007).
  65. Santos, D. K. F., Rufino, R. D., Luna, J. M., Santos, V. A., Sarubbo, L. A. Biosurfactants: multifunctional biomolecules of the 21st century. International Journal of Molecular Sciences. 17 (3), 401 (2016).
check_url/pt/63207?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Nissar Zargar, A., Patil, N., Kumar, M., Srivastava, P. Enhanced Oil Recovery using a Combination of Biosurfactants. J. Vis. Exp. (184), e63207, doi:10.3791/63207 (2022).

View Video