Summary

Visualisere arrutvikling ved hjelp av SCAD Assay - En Ex-situ skin scarring assay

Published: April 28, 2022
doi:

Summary

Denne protokollen beskriver genereringen av en hudfascia utviset kalt “SCar like tissue in A Dish” eller SCAD. Denne modellen tillater enestående visualisering av enkle fibroblaster under arrdannelse.

Abstract

Pattedyrets globale respons på tetting av dype vevssår er gjennom arrdannelse og vevskontraksjon, mediert av spesialiserte fasciafibroblaster. Til tross for den kliniske betydningen av arrdannelse og nedsatt sårheling, er vår forståelse av fascia fibroblastdynamikk i sårheling kortfattet på grunn av mangel på relevante analyser som muliggjør direkte visualisering av fibroblastkoreografi og dynamikk i komplekse miljøer som i hudsår. Dette papiret presenterer en protokoll for å generere ex-situ hud arr ved hjelp av SCAD eller “SCar-lignende vev i en tallerken” som etterligner det komplekse miljøet av hudsår. I denne analysen utskilles 2 mm hud med full tykkelse og dyrkes opp ned i media i 5 dager, hvor arr og hudkontrakturer utvikler seg jevnt. Denne metodikken, kombinert med fibroblast-avledningsspesifikke transgene musemodeller, muliggjør visualisering av individuelle fibroblastavledninger over hele sårreparasjonsprosessen. Samlet sett hjelper denne protokollen forskere med å forstå grunnleggende prosesser og mekanismer for sårreparasjon, og utforsker direkte effekten av modulatorer på sårhelingsresultater.

Introduction

Sårheling er en prosess for restaurering av brutte sår. Vevsskader hos hvirvelløse dyr resulterer i delvis eller fullstendig regenerering. I motsetning reagerer pattedyr på dyp skade ved arrdannelse, en prosess skreddersydd for raskt å forsegle sår med tette plugger av matrisefibre som minimerer det brutte området og samtidig permanent deformerer det skadede stedet 1,2,3. Store hudforbrenninger eller dype åpne sår hos pattedyr resulterer i patologiske fenotyper som hypertrofiske eller keloid arr 4,5. Disse sprudlende arrene forårsaker en enorm byrde på kliniske og globale helsesystemer. Bare i USA koster arrhåndtering rundt 10 milliarder dollar årlig 6,7. Derfor er utviklingen av relevante metoder nødvendig for å bedre forstå de fundementale prosessene og mekanismene som er involvert i arrdannelse.

I de senere år har et bredt spekter av studier på mus avslørt heterogene fibroblastpopulasjoner med distinkte funksjonelle potenser basert på deres opprinnelse på visse hudsteder 8,9,10. I bakhuden identifiserte Rinkevich et al., 2015, at en bestemt fibroblastpopulasjon med et tidlig embryonalt uttrykk for Engrailed-1 (En1), kalt EPF (Engrailed positive fibroblast) bidrar til kutan arrdannelse ved såring. Motsatt bidrar en annen fibroblast avledning uten historie med innfelt uttrykk, Innfelt negativ fibroblast (ENF), ikke til arrdannelse8. Skjebnekartlegging av disse En1-linjene ved hjelp av Cre-drevne transgene muselinjer krysset til fluorescensreportermuselinjer som R26mTmG (En1Cre x R26mTmG) tillater visualisering av EPF- og ENF-populasjoner.

Å studere fibroblast migrasjon in vivo over flere dager er begrenset av etiske og tekniske begrensninger. Videre er sammensatte, virale og nøytraliserende antistoffbibliotekskjermer for å modulere veier involvert i arrdannelse teknisk utfordrende. Tidligere brukte in vitro– eller ex vivo-modeller mangler evnen til å visualisere fibroblastmigrasjon og arrdannelse i ekte hudmikromiljøer, ensartethet i arrutvikling, samt vevskompleksitet som emulerer in vivo hudmiljøer11,12. For å overvinne de ovennevnte begrensningene utviklet vi en ex vivo scarring analyse kalt SCAD (SCar-lignende vev i A Dish)13,14. Denne enkle analysen kan utføres ved å utskille 2 mm fulltykkelseshud som inneholder epidermis, dermis og de subkutane fasciaområdene og dyrke dem i serum-supplerte DMSO-medier i opptil 5 dager. Arr generert fra SCAD gjenskaper pålitelig transkripsjons- og proteomiske kjennetegn på in vivo arr. I tillegg kan SCADer generert fra relevante transgene muselinjer (f.eks. En1-mus) krysset med fluorescerende reportermuslinjer tillate visualisering av fibroblast migrasjonsdynamikk og arrutvikling med en enestående oppløsning. Videre kan denne modellen enkelt tilpasses for alle bruksområder med høy gjennomstrømning (f.eks. sammensatt bibliotek, antistoffbibliotek eller viral screening)13,14. I denne artikkelen beskriver vi en optimalisert protokoll for å generere SCADs og påfølgende nedstrøms prosesseringsprogrammer for å studere cellulær og matrisedynamikk i arrutvikling.

Protocol

Modellen som presenteres nedenfor gir en detaljert trinnvis beskrivelse av generasjonen av SCAD-analyse som kort beskrevet i Jiang et al., 202013. SCAD prøveforberedelser ble utført etter å ha ofret dyrene i henhold til internasjonale og regjeringen i Øvre Bayern retningslinjer. Dyr ble plassert på dyreanlegget til Helmholtz Centre Munich. Rommene ble opprettholdt med optimal fuktighet og konstant temperatur med en 12 timers lyssyklus. Dyr ble forsynt med mat og vann ad libitum. …

Representative Results

Generering av SCADs kan deles inn i tre viktige trinn: Høsting av tilbake hud fra P0-P1 mus, generering av biopsislag i full tykkelse og påfølgende kultur av individuelle scads opptil 5 dager i 96-brønnsplater. Som en avlesning kan denne analysen videre brukes til å analysere de romlige og tidsmessige aspektene ved arrdannelse. Den romlige analysen benytter 2D og 3D immunmerking av vev for å studere romlig lokalisering av cellulære og matrisekomponenter innen utvikling av arrvev. Romlige studier tillater visualise…

Discussion

Flere modeller er allerede utviklet for å forstå arrdannelse etter skade. Mens mange fremskritt har blitt gjengitt i denne forbindelse, men, er faktiske mekanismer fortsatt ikke klare. I motsetning til den forrige teknikken inkorporerer SCAD-modellen alle celletyper og kutane lag, og opprettholder dermed kompleksiteten i innfødt hud18,19. Denne metodikken er i stand til å generere grunnleggende datasett som er viktige for å forstå molekylære mekanismer som…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi anerkjenner alle medforfatterne av Jiang et al. 2020 for å bidra til utviklingen av SCAD-metodikk13. Vi takker Dr. Steffen Dietzel og Bioimaging kjerneanlegg på Ludwig-Maximilans-Universität for tilgang til Multiphoton-systemet. Y.R. ble støttet av Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2016_A21), European Research Council Consolidator Grant (ERC-CoG 819933) og LEO Foundation (LF-OC-21-000835).

Materials

10% Tween 20, Nonionic Detergent Biorad Laboratories 1610781
Bovine serum albumin, Cold ethanol fract Sigma A4503-50G
DMEM/F-12, HEPES, no phenol red-500 mL LIFE Technologies 11039021
DPBS, no calcium, no magnesium Gibco 14190169
Epredia Cryostar NX70 Cryostat Thermo Scientific
Epredia SuperFrost Plus Adhesion slides Fisher scientific J1800AMNZ Adhesion slides
Fetal Bovine Serum, qualified, heat inactivated, E.U.-approved, South America Origin-500 mL LIFE Technologies  10500064
Fluoromount-G with DAPI Life Technologies 00 4959 52 Mounting medium with DAPI
Forceps curved with fine points with guidepinstainless steel(tweezers)125 mm length Fisher Scientific 12381369
Gelatin from porcine skin Sigma G2500-100G
GlutaMAX Supplement-100 mL LIFE Technologies 35050038
HBSS, calcium, magnesium, no phenol red-500 mL LIFE Technologies 14025092
Ibidi Gas incubation system for CO2 and O2 Ibidi 11922
Ibidi Heating system Ibidi 10915
Leica SP8 upright microscope – Multiphoton excitation 680–1300 nm Leica Equipped with a 25x water-dipping objective (HC IRAPO L 25x/1.00 W) in combination with a tunable laser (Spectra-Physics, InSight DS + Single)
Non Essential Amino Acids LIFE Technologies 11140035
NuSieve GTG Agarose ,25 g Biozym /Lonza 859081
OCT Embedding Matrix Carlroth 6478.1
Paraformaldehyde, 16% W/V AQ. 10 x10 mL VWR International 43368.9M
Pen-Strep Gibco 15140122
Stiefel Biopsy-Punch 2 mm Stiefel 270130
Straight Sharp/Sharp Dissecting Scissors 11.4 cm Fisher Scientific 15654444
Thimerosal Bioxtra, 97%–101% Sigma-Aldrich T8784-1G
Zeiss Axioimager M2 upright microscope Zeiss

Referências

  1. Longaker, M. T., et al. Adult skin wounds in the fetal environment heal with scar formation. Annals of Surgery. 219 (1), 65-72 (1994).
  2. desJardins-Park, H. E., Foster, D. S., Longaker, M. T. Fibroblasts and wound healing: an update. Regenerative Medicine. 13 (5), 491-495 (2018).
  3. Jiang, X., Iseki, S., Maxson, R. E., Sucov, H. M., Morriss-Kay, G. M. Tissue origins and interactions in the mammalian skull vault. Biologia do Desenvolvimento. 241 (1), 106-116 (2002).
  4. Tripathi, S., et al. Hypertrophic scars and keloids: a review and current treatment modalities. Biomedical Dermatology. 4, 11 (2020).
  5. Martin, P. Wound healing–Aiming for perfect skin regeneration. Science. 276 (5309), 75-81 (1997).
  6. Correa-Gallegos, D., et al. Patch repair of deep wounds by mobilized fascia. Nature. 576 (7786), 287-292 (2019).
  7. Sen, C. K. Human wounds and its burden: An updated compendium of estimates. Advances in Wound Care. 8 (2), 39-48 (2019).
  8. Rinkevich, Y., et al. Identification and isolation of a dermal lineage with intrinsic fibrogenic potential. Science. 348 (6232), 2151 (2015).
  9. Leavitt, T., et al. Prrx1 fibroblasts represent a pro-fibrotic lineage in the mouse ventral dermis. Cell Reports. 33 (6), 108356 (2020).
  10. Driskell, R. R., et al. Distinct fibroblast lineages determine dermal architecture in skin development and repair. Nature. 504 (7479), 277-281 (2013).
  11. Walmsley, G. G., et al. Live fibroblast harvest reveals surface marker shift in vitro. Tissue Engineering. Part C, Methods. 21 (3), 314-321 (2015).
  12. Hakkinen, K. M., Harunaga, J. S., Doyle, A. D., Yamada, K. M. Direct comparisons of the morphology, migration, cell adhesions, and actin cytoskeleton of fibroblasts in four different three-dimensional extracellular matrices. Tissue Engineering. Part A. 17 (5-6), 713-724 (2011).
  13. Jiang, D., et al. Injury triggers fascia fibroblast collective cell migration to drive scar formation through N-cadherin. Nature Communications. 11 (1), 5653 (2020).
  14. Wan, L., et al. Connexin43 gap junction drives fascia mobilization and repair of deep skin wounds. Matrix Biology: Journal of the International Society for Matrix Biology. 97, 58-71 (2021).
  15. Molbay, M., Kolabas, Z. I., Todorov, M. I., Ohn, T. -. L., Ertürk, A. A guidebook for DISCO tissue clearing. Molecular Systems Biology. 17 (3), 9807 (2021).
  16. Ueda, H. R., et al. Tissue clearing and its applications in neuroscience. Nature Reviews Neuroscience. 21 (2), 61-79 (2020).
  17. Ertürk, A., et al. Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO. Nature Protocols. 7 (11), 1983-1995 (2012).
  18. Wilhelm, K. -. P., Wilhelm, D., Bielfeldt, S. Models of wound healing: an emphasis on clinical studies. Skin Research and Technology: Official Journal of International Society for Bioengineering and the Skin (ISBS) [and] International Society for Digital Imaging of Skin (ISDIS) [and] International Society for Skin Imaging (ISSI). 23 (1), 3-12 (2017).
  19. Grada, A., Mervis, J., Falanga, V. Research techniques made simple: Animal models of wound healing). The Journal of Investigative Dermatology. 138 (10), 2095-2105 (2018).
check_url/pt/63808?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Ramesh, P., Ye, H., Dasgupta, B., Machens, H., Rinkevich, Y. Visualizing Scar Development Using SCAD Assay – An Ex-situ Skin Scarring Assay. J. Vis. Exp. (182), e63808, doi:10.3791/63808 (2022).

View Video