Ex Vivo Modèle organoïde de délétions de gènes médiés par l’adénovirus-Cre dans des cellules urothéliales de souris
Summary
Ce protocole décrit le processus de génération et de caractérisation des organoïdes urothéliaux de souris hébergeant des délétions dans les gènes d’intérêt. Les méthodes comprennent la récolte de cellules urothéliales de souris, la transduction ex vivo avec adénovirus conduisant l’expression de Cre avec un promoteur CMV, et la caractérisation in vitro et in vivo .
Abstract
Le cancer de la vessie est un domaine peu étudié, en particulier dans les modèles murins génétiquement modifiés (GEMM). Les GEMM consanguins avec des sites Cre et loxP spécifiques aux tissus ont été les étalons-or pour le ciblage génétique conditionnel ou inductible. Pour fournir des modèles expérimentaux plus rapides et plus efficaces, un système de culture organoïde ex vivo est développé en utilisant l’adénovirus Cre et des cellules urothéliales normales portant plusieurs allèles loxP des suppresseurs de tumeurs Trp53, Pten et Rb1. Les cellules urothéliales normales sont dissociées enzymatiquement de quatre vessies de souris triple floxées (Trp53f/f: Ptenf/f: Rb1f/f). Les cellules urothéliales sont transduites ex vivo avec l’adénovirus-Cre entraîné par un promoteur CMV (Ad5CMVCre). Les organoïdes de la vessie transductés sont cultivés, multipliés et caractérisés in vitro et in vivo. La PCR est utilisée pour confirmer les délétions de gènes dans Trp53, Pten et Rb1. La coloration par immunofluorescence (FI) des organoïdes démontre une expression positive des marqueurs de lignée urothéliale (CK5 et p63). Les organoïdes sont injectés par voie sous-cutanée dans des souris hôtes pour l’expansion tumorale et les passages en série. L’immunohistochimie (IHC) des xénogreffes présente une expression positive de CK7, CK5 et p63 et une expression négative de CK8 et Uroplakin 3. En résumé, la délétion génique médiée par l’adénovirus à partir de cellules urothéliales de souris conçues avec des sites loxP est une méthode efficace pour tester rapidement le potentiel tumorigène d’altérations génétiques définies.
Introduction
Le cancer de la vessie est le quatrième cancer le plus fréquent chez les hommes et touche plus de 80 000 personnes chaque année aux États-Unis1. La chimiothérapie à base de platine est la norme de soins pour les patients atteints d’un cancer de la vessie avancé depuis plus de trois décennies. Le paysage du traitement du cancer de la vessie a été révolutionné par l’approbation récente par la Food and Drug Administration (FDA) de l’immunothérapie (inhibiteurs du point de contrôle immunitaire anti–1 et anti–L1), de l’erdafitinib (un inhibiteur du récepteur du facteur de croissance des fibroblastes) et de l’enfortumab vedotin (un conjugué anticorps-médicament)2,3,4. Cependant, aucun biomarqueur cliniquement approuvé n’est disponible pour prédire les réponses à la chimiothérapie ou à l’immunothérapie. Il est essentiel de générer des modèles précliniques informatifs qui peuvent améliorer la compréhension des mécanismes à l’origine de la progression du cancer de la vessie et développer des biomarqueurs prédictifs pour différentes modalités de traitement.
Un obstacle majeur dans la recherche translationnelle sur la vessie est le manque de modèles précliniques qui récapitulent la pathogenèse du cancer de la vessie humaine et les réponses au traitement 5,6. Plusieurs modèles précliniques ont été développés, y compris des modèles 2D in vitro (lignées cellulaires ou cellules conditionnellement reprogrammées), des modèles 3D in vitro (organoïdes, impression 3D) et des modèles in vivo (xénogreffe, modèles induits par cancérogène, génétiquement modifiés et xénogreffes dérivées de patients)2,6. Les modèles murins génétiquement modifiés (GEMM) sont utiles pour de nombreuses applications en biologie du cancer de la vessie, y compris les analyses des phénotypes tumoraux, les investigations mécanistes des gènes candidats et / ou des voies de signalisation, et l’évaluation préclinique des réponses thérapeutiques 6,7. Les GEMM peuvent utiliser des recombinases spécifiques au site (Cre-loxP) pour contrôler les délétions génétiques dans un ou plusieurs gènes suppresseurs de tumeurs. Le processus de génération des GEMM souhaités avec de multiples délétions de gènes est long, laborieux et coûteux5. L’objectif global de cette méthode est de développer une méthode rapide et efficace d’administration ex vivo de Cre pour établir des modèles de triple knockout de la vessie (TKO) à partir de cellules urothéliales normales de souris porteuses d’allèles triples floxés (Trp53, Pten et Rb1)8. Le principal avantage de la méthode ex vivo est le flux de travail rapide (1-2 semaines au lieu d’années d’élevage de souris). Cet article décrit le protocole de prélèvement de cellules urothéliales normales avec des allèles floxés, la transduction ex vivo de l’adénovirus, les cultures organoïdes et la caractérisation in vitro et in vivo chez des souris immunocompétentes C57 BL/6J. Cette méthode peut également être utilisée pour générer des organoïdes du cancer de la vessie cliniquement pertinents chez les souris immunocompétentes hébergeant n’importe quelle combinaison d’allèles floxés.
Protocol
Representative Results
Discussion
Les GEMM ont été la référence en matière de modélisation du cancer initiée à partir de cellules normales, permettant de tester rigoureusement les conséquences de perturbations oncogènes potentielles (activation de l’oncogène et / ou perte de suppresseurs de tumeurs). Ici, un protocole rapide et efficace est fourni pour générer des organoïdes du cancer de la vessie via l’édition génique ex vivo de cellules urothéliales normales de souris portant des allèles floxés dans des gènes d’intér…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail de recherche a été soutenu en partie par nih Grants, K08CA252161 (Q.L.), R01CA234162 et R01 CA207757 (D.W.G.), P30CA016056 (NCI Cancer Center Core Support Grant), la Roswell Park Alliance Foundation et la Friends of Urology Foundation. Nous remercions Marisa Blask et Mila Pakhomova d’avoir relu le manuscrit.
Materials
| 100 μm sterile cell strainer | Corning | 431752 | |
| 1 mL syringe | BD | 309659 | |
| 25G 1.5 inches needle | EXELINT International | 26406 | |
| Adenovirus (Ad5CMVCre High Titer, 1E11 pfu/ml) | UI Viral Vector Core | VVC-U of Iowa-5-HT | |
| C57 BL/6J | Jackson Lab | 000664 | |
| Charcoal-stripped FBS | Gibco | A3382101 | |
| Collagenase/hyaluronidase | Stemcell Technologies | 07912 | |
| Dispase | Stemcell Technologies | 07913 | |
| DPBS, 1x | Corning | 21-031-CV | |
| L-glutamine substitute (GlutaMAX) | Gibco | 35-050-061 | |
| Mammary Epithelial Cell Growth medium | Lonza | CC-3150 | |
| Matrix extracts from Engelbreth–Holm–Swarm mouse sarcomas (Matrigel) | Corning | CB-40234 | |
| Monoclonal mouse anti-CK20 | DAKO | M7019 | IF 1:100 |
| Monoclonal mouse anti-CK7 | Santa Cruz Biotechnology | SC-23876 | IHC 1:50 |
| Monoclonal mouse anti-p63 | Abcam | ab735 | IHC 1:100, IF 1:50 |
| Monoclonal mouse anti-Upk3 | Fitzgerald | 10R-U103A | IHC 1:50 |
| Monoclonal mouse anti-Vimentin | Santa Cruz Biotechnology | SC-6260 | IF 1:100 |
| Monoclonal rat anti-CK8 | Developmental Studies Hybridoma Bank | TROMA-I-s | IF 1:100 |
| HERAcell vios 160i CO2 incubator | Thermo Fisher | 51033557 | |
| Polyclonal chicken anti-CK5 | Biolegend | 905901 | IF 1:500 |
| Primocin | InvivoGen | ant-pm-1 | |
| Recombinant enzyme of trypsin substitute (TrypLE Express Enzyme) | Thermo Fisher | 12605036 | |
| Signature benchtop shaking incubator Model 1575 | VWR | 35962-091 | |
| Specimen Processing Gel (HistoGel) | Thermo Fisher | HG-4000-012 | |
| Surgical blade size 10 | Integra Miltex | 4-110 | |
| Sorvall T1 centrifuge | Thermo Fisher | 75002383 | |
| Y-27632 | Selleckchem | S1049 |
Referências
- Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. Cancer statistics, 2021. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (1), 7-33 (2021).
- Zhu, S., et al. Preclinical models for bladder cancer research. Hematology/Oncology Clinics of North America. 35 (3), 613-632 (2021).
- DeGraff, D. J., et al. Current preclinical models for the advancement of translational bladder cancer research. Molecular Cancer Therapeutics. 12 (2), 121-130 (2013).
- Andreev-Drakhlin, A. Y., et al. The evolving treatment landscape of advanced urothelial carcinoma. Current Opinion in Oncology. 33 (3), 221-230 (2021).
- Mullenders, J., et al. Mouse and human urothelial cancer organoids: A tool for bladder cancer research. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (10), 4567-4574 (2019).
- Kobayashi, T., Owczarek, T. B., McKiernan, J. M., Abate-Shen, C. Modelling bladder cancer in mice: opportunities and challenges. Nature Reviews. Cancer. 15 (1), 42-54 (2015).
- Kersten, K., de Visser, K. E., van Miltenburg, M. H., Jonkers, J. Genetically engineered mouse models in oncology research and cancer medicine. EMBO Molecular Medicine. 9 (2), 137-153 (2017).
- Ku, S. Y., et al. Rb1 and Trp53 cooperate to suppress prostate cancer lineage plasticity, metastasis, and antiandrogen resistance. Science. 355 (6320), 78-83 (2017).
- Lee, S. H., et al. Tumor evolution and drug response in patient-derived organoid models of bladder cancer. Cell. 173 (2), 515-528 (2018).
- Fujii, E., et al. A simple method for histopathological evaluation of organoids. Journal of Toxicologic Pathology. 31 (1), 81-85 (2018).
- Georgas, K. M., et al. An illustrated anatomical ontology of the developing mouse lower urogenital tract. Development. 142 (10), 1893-1908 (2015).
- Santos, C. P., et al. Urothelial organoids originating from Cd49f(high) mouse stem cells display Notch-dependent differentiation capacity. Nature Communication. 10 (1), 4407 (2019).
- Wang, L., et al. A genetically defined disease model reveals that urothelial cells can initiate divergent bladder cancer phenotypes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (1), 563-572 (2020).
- Yang, D., et al. Intertumoral heterogeneity in SCLC is influenced by the cell type of origin. Cancer Discovery. 8 (10), 1316-1331 (2018).
- Sutherland, K. D., et al. Cell of origin of small cell lung cancer: inactivation of Trp53 and Rb1 in distinct cell types of adult mouse lung. Cancer Cell. 19 (6), 754-764 (2011).
- Bottger, F., et al. Tumor heterogeneity underlies differential cisplatin sensitivity in mouse models of small-cell lung cancer. Cell Reports. 27 (11), 3345-3358 (2019).
- Puzio-Kuter, A. M., et al. Inactivation of p53 and Pten promotes invasive bladder cancer. Genes & Development. 23 (6), 675-680 (2009).
- Park, S., et al. Novel mouse models of bladder cancer identify a prognostic signature associated with risk of disease progression. Pesquisa do Câncer. 81 (20), 5161-5175 (2021).
- Hawley, S. P., Wills, M. K., Jones, N. Adenovirus-mediated genetic removal of signaling molecules in cultured primary mouse embryonic fibroblasts. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (43), e2160 (2010).
- Feng, W., et al. Rapid interrogation of cancer cell of origin through CRISPR editing. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (32), 2110344118 (2021).
