Анестезия и интубация предподростков мышиных щенков для кардиоторакальной хирургии
Summary
Кардиоторакальные хирургические модели у мышей в возрасте >7 дней требуют интубации, но это сложно для предподростковых (8-14-дневных) щенков мышей, и существует мало информации о схемах анестезии для интубации. Здесь мы представляем схемы дозирования кетамина / ксилазина / атропина у 10-дневных детенышей мышей C57BL / 6J, которые позволяют эндотрахеальную интубацию, сводя к минимуму смертность животных.
Abstract
Мышиные хирургические модели играют важную роль в доклинических исследованиях. Механистическое понимание регенерации миокарда после травмы сердца может быть получено из моделей кардиоторакальной хирургии у 0-14-дневных мышей, кардиомиоциты которых, в отличие от взрослых, сохраняют пролиферативную способность. Мышиные щенки до 7 дней эффективно обездвиживаются при переохлаждении и не требуют интубации для кардиоторакальной хирургии. Однако предподростковые (8-14-дневные) щенки мышей требуют интубации, но это сложно, и существует мало информации об анестезии для облегчения интубации. Здесь мы представляем схемы дозирования кетамина / ксилазина / атропина у 10-дневных детенышей мышей C57BL / 6J, которые позволяют эндотрахеальную интубацию, сводя к минимуму смертность животных. Эмпирическое титрование режимов дозирования кетамина/ксилазина/атропина к массе тела показало, что реакция на анестезию детенышей мышей разного веса была нелинейной, в результате чего дозы 20/4/0,12 мг/кг, 30/4/0,12 мг/кг и 50/6/0,18 мг/кг облегчали интубацию детенышей весом 3,15-4,49 г (n = 22), 4,50-5,49 г (n = 20) и 5,50-8,10 г (n = 20), соответственно. Щенки с нижней массой тела требовали больше попыток интубации, чем более тяжелые детеныши (p < 0,001). Выживаемость после интубации коррелировала с массой тела (59%, 70% и 80% для групп с низким, средним и высоким весом соответственно,R2 = 0,995). Для хирургии инфаркта миокарда после интубации хирургическую плоскость анестезии индуцировали 4,5% изофлураном в 100% кислороде и поддерживали 2% изофлураном в 100% кислороде. Выживаемость после операции была аналогичной для трех весовых групп на 92%, 86% и 88% (p = 0,91). Вместе с усовершенствованиями в практике обращения с животными для интубации и хирургии и минимизацией каннибализации после операции, общая выживаемость за всю процедуру (интубация плюс хирургия) коррелировала с массой тела (55%, 60% и 70% для групп с низким, средним и высоким весом, соответственно,R2 = 0,978). Учитывая трудности, возникающие при интубации 10-дневных щенков и связанную с этим высокую смертность, мы рекомендуем кардиоторакальную хирургию у 10-дневных щенков ограничить щенками весом не менее 5,5 г.
Introduction
Мышиные модели являются бесценными инструментами в доклинических кардиоторакальных исследованиях, в частности, из-за легкости, с которой могут быть сгенерированы генетически модифицированные линии мыши, а также легкости, с которой мышей можно хирургически манипулировать, чтобы обеспечить патологические модели заболеваний, позволяющие, например, изучать регенерацию миокарда после сердечной травмы1. . В связи с этим интересно, что, в отличие от взрослых мышей, у которых кардиомиоциты выведены из клеточного цикла, 0-2-дневные сердца мышей неонатального возраста восстанавливаются с минимальным рубцеванием после апикальной резекции или индукции инфаркта миокарда 2,3,4. Напротив, 7-дневные неонатальные сердца регенерируют неполностью с более высокой частотой рубцевания 2,3. Поскольку кардиомиоциты в верхушке левого желудочка сохраняют пролиферативную способность до 2 недель после рождения, механистические исследования регенерации после повреждения сердца у 0-14-дневных мышей могут быть информативными для выявления терапевтических мишеней для регенерации поврежденного сердца взрослого человека5.
Разработка мышиных моделей сердечной травмы предполагает хирургические манипуляции под наркозом. Это требует, чтобы грудная клетка была открыта для доступа к сердцу, что, как правило, требует интубации и механической вентиляции. Напряжение мыши, масса тела и возраст влияют на чувствительность к анестетикам6. Взрослые мыши могут быть обезболены широким спектром агентов, общим режимом интубации является кетамин / ксилазин / атропин при 100/13 / 0,5 мг / кг 6,7. Неонатальные мыши (0-7 дней) не имеют централизованного болевого рефлекса, и могут быть эффективно обездвижены на льду и подвергнуты хирургическому вмешательству без интубации 6,8,9. Предподростков (8-14-дневных) детенышей мышей нельзя анестезировать при переохлаждении 9,10; они требуют интубации для кардиоторакальной хирургии. Нет предыдущих исследований кардиоторакальной хирургии у предподростков в возрасте до 14 дней. По нашему опыту, интубация изофлурано-анестезирующих предподростков мышей в возрасте до 14 дней затруднена. Рекомендуемый режим инъекционного анестетика, о котором сообщалось для мышей старше 7 дней, составляет 50-150 мг / кг кетамина и 5-10 мг / кг ксилазина10. Предподростковые мыши все еще развиваются неврологически, и их реакции на лекарства и метаболизм лекарств сильно отличаются от взрослых животных6. Это создает повышенный риск дисбаланса жидкости, электролитов и кислотно-щелочных оснований, а также гипогликемии и гипотермии не только из-за их высокой скорости метаболизма, которая быстро истощает их ограниченные запасы энергии, но и из-за их терморегуляторной незрелости 6,11,12. Таким образом, существует мало информации о схемах анестезии, которые одновременно облегчают интубацию и максимизируют выживаемость предподростков мышей.
Здесь мы эмпирически титровали режимы дозирования кетамина/ ксилазина / атропина у 10-дневных детенышей мышей C57BL / 6J весом от 3 до 8 г для достижения плоскости анестезии, достаточной для интубации эндотрахеи для последующей кардиоторакальной хирургии, при минимизации смертности животных. Мы также усовершенствовали методы обращения с животными, чтобы снизить смертность от интубации, хирургии и послеоперационного материнского каннибализма.
Protocol
Representative Results
Discussion
В настоящее время не существует хорошо документированных методов анестезии и интубации 10-дневных мышей для кардиоторакальной хирургии. С этой целью мы титровали схемы дозирования кетамина/ксилазина/атропина по массе тела, в результате чего дозы 20/4/0,12 мг/кг, 30/4/0,12 мг/кг и 50/6/0,18 мг/кг обле…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа была поддержана грантом программы NHMRC [ID 1074386], грантом Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research (RMG) и грантом RT Hall Trust [RMG & SEI].
Materials
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorphine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Fiber-optic light | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Version 9.1.2 | |
| Intubation platform | – | – | Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H) |
| Isoflurane | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 μL |
| Single lumen polyethylene tube | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm | |
| Small forceps | F.S.T. | NO 11051-10 | |
| Surgical microscope (camera optional) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x and 16x objective |
| Suture 7-0 prolene | Ethicon | 8708H | |
| Suture 9-0 polypropylene monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm | VetEquip | 901820 | |
| Vented 2-Liter plexiglass induction chamber | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H) |
| Warming lamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazine | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
Referências
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
- Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918 (2020).
- Flecknell, P. . Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , (2009).
- Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114 (2018).
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- . Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019)
- . Mouse-Specific Anesthesia Guidance Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019)
- Paddleford, R. . Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , (2000).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
- Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
- Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755 (2014).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Du, X. -. J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
- Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
- Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
- West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 2473-2478 (2002).
- Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
- Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).
