Anestesia e intubación de cachorros de ratón preadolescentes para cirugía cardiotorácica
Summary
Los modelos quirúrgicos cardiotorácicos en ratones de >7 días de edad requieren intubación, pero esto es un desafío para las crías de ratón preadolescentes (8-14 días de edad) y hay poca información sobre los regímenes anestésicos para la intubación. Aquí, presentamos regímenes de dosificación de ketamina / xilazina / atropina en crías de ratón C57BL / 6J de 10 días de edad que permiten la intubación endotraqueal, al tiempo que minimizan la mortalidad animal.
Abstract
Los modelos quirúrgicos murinos juegan un papel importante en la investigación preclínica. Los conocimientos mecanicistas sobre la regeneración miocárdica después de una lesión cardíaca se pueden obtener de modelos de cirugía cardiotorácica en ratones de 0 a 14 días de edad, cuyos cardiomiocitos, a diferencia de los adultos, conservan la capacidad proliferativa. Las crías de ratón de hasta 7 días de edad son efectivamente inmovilizadas por hipotermia y no requieren intubación para cirugía cardiotorácica. Sin embargo, los cachorros de ratón preadolescentes (8-14 días de edad) requieren intubación, pero esto es un desafío y hay poca información sobre la anestesia para facilitar la intubación. Aquí, presentamos regímenes de dosificación de ketamina / xilazina / atropina en crías de ratón C57BL / 6J de 10 días de edad que permiten la intubación endotraqueal, al tiempo que minimizan la mortalidad animal. La titulación empírica de los regímenes de dosificación de ketamina/xilazina/atropina al peso corporal indicó que la respuesta a la anestesia de crías de ratón de diferentes pesos no fue lineal, por lo que dosis de 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg y 50/6/0,18 mg/kg facilitaron la intubación de crías que pesaban entre 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) y 5,50-8,10 g (n = 20), respectivamente. Los cachorros de menor peso corporal requirieron más intentos de intubación que los cachorros más pesados (p < 0,001). La supervivencia después de la intubación se correlacionó con el peso corporal (59%, 70% y 80% para los grupos de bajo, medio y alto peso, respectivamente, R2 = 0,995). Para la cirugía de infarto de miocardio después de la intubación, se indujo un plano quirúrgico de anestesia con isoflurano al 4,5% en oxígeno al 100% y mantenido con isoflurano al 2% en oxígeno al 100%. La supervivencia después de la cirugía fue similar para los tres grupos de peso al 92%, 86% y 88% (p = 0,91). Junto con los refinamientos en las prácticas de manejo de animales para la intubación y la cirugía, y la minimización de la canibalización por la madre después de la cirugía, la supervivencia general para todo el procedimiento (intubación más cirugía) se correlacionó con el peso corporal (55%, 60% y 70% para los grupos de bajo, medio y alto peso, respectivamente, R2 = 0.978). Dada la dificultad encontrada con la intubación de cachorros de 10 días de edad y la alta mortalidad asociada, recomendamos que la cirugía cardiotorácica en cachorros de 10 días se limite a cachorros que pesen al menos 5,5 g.
Introduction
Los modelos murinos son herramientas invaluables en la investigación cardiotorácica preclínica, en particular debido a la facilidad con la que se pueden generar líneas de ratón genéticamente modificadas, y también la facilidad con la que los ratones pueden ser manipulados quirúrgicamente para proporcionar modelos patológicos de enfermedades que permitan, por ejemplo, el estudio de la regeneración miocárdica después de una lesión cardíaca1 . En este sentido, es interesante que, a diferencia de los ratones adultos en los que los cardiomiocitos se han retirado del ciclo celular, los corazones de ratón neonato de 0-2 días de edad se reparan con cicatrices mínimas después de la resección apical o la inducción del infarto de miocardio 2,3,4. En contraste, los corazones neonatales de 7 días de edad se regeneran de manera incompleta con una mayor incidencia de cicatrices 2,3. Dado que los cardiomiocitos en el ápice del ventrículo izquierdo conservan la capacidad proliferativa hasta 2 semanas después del nacimiento, los estudios mecanicistas de regeneración después de una lesión cardíaca en ratones de 0 a 14 días de edad pueden ser informativos para identificar objetivos terapéuticos para la regeneración del corazón adulto lesionado5.
El desarrollo de modelos de ratón de lesión cardíaca implica la manipulación quirúrgica bajo anestesia. Esto requiere que el tórax se abra para acceder al corazón, lo que generalmente requiere intubación y ventilación mecánica. La cepa del ratón, el peso corporal y la edad influyen en la sensibilidad a los anestésicos6. Los ratones adultos pueden ser anestesiados con una amplia gama de agentes, siendo un régimen común para la intubación la ketamina/xilazina/atropina a 100/13/0,5 mg/kg 6,7. Los ratones neonatos (0-7 días de edad) carecen de un reflejo de dolor centralizado, y pueden ser efectivamente inmovilizados en hielo y sometidos a cirugía sin intubación 6,8,9. Las crías de ratón preadolescentes (8-14 días de edad) no pueden ser anestesiadas con hipotermia 9,10; Requieren intubación para cirugía cardiotorácica. No existen estudios previos sobre cirugía cardiotorácica en ratones preadolescentes de menos de 14 días de edad. En nuestra experiencia, la intubación de ratones preadolescentes anestesiados con isoflurano menores de 14 días de edad es difícil. El régimen anestésico inyectable recomendado para ratones mayores de 7 días es de 50-150 mg/kg de ketamina y 5-10 mg/kg de xilazina10. Los ratones preadolescentes todavía se están desarrollando neurológicamente y sus respuestas a los medicamentos y al metabolismo de los medicamentos son muy diferentes de las de los animales adultos6. Esto plantea un mayor riesgo de desequilibrio de líquidos, electrolitos y ácido-base, así como hipoglucemia e hipotermia debido no solo a su alta tasa metabólica, que agota rápidamente sus limitadas reservas de energía, sino también debido a su inmadurez termorreguladora 6,11,12. Por lo tanto, hay poca información sobre los regímenes anestésicos que facilitan la intubación y maximizan la supervivencia de los ratones preadolescentes.
Aquí titulamos empíricamente los regímenes de dosificación de ketamina / xilazina / atropina en cachorros de ratón C57BL / 6J de 10 días de edad que varían en peso de 3-8 g para lograr un plano de anestesia suficiente para permitir la intubación endotraqueal para la cirugía cardiotorácica posterior, al tiempo que minimizamos la mortalidad animal. También refinamos las prácticas de manejo de animales para reducir la mortalidad por intubación, cirugía y canibalismo materno posquirúrgico.
Protocol
Representative Results
Discussion
Actualmente, no existen métodos bien documentados para la anestesia y la intubación de ratones de 10 días de edad para cirugía cardiotorácica. Con este fin, hemos titulado los regímenes de dosificación de ketamina / xilazina / atropina al peso corporal, por lo que las dosis de 20/4/0.12 mg / kg, 30/4/0.12 mg / kg y 50/6/0.18 mg / kg facilitaron la intubación de cachorros con bajo (3.15-4.49 g), medio (4.50-5.49 g) y alto (5.50-8.10 g) peso corporal, respectivamente. La supervivencia después de la intubación se …
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabajo fue apoyado por NHMRC Program Grant [ID 1074386], una subvención de Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research [RMG] y una subvención de RT Hall Trust [RMG & SEI].
Materials
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorphine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Fiber-optic light | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Version 9.1.2 | |
| Intubation platform | – | – | Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H) |
| Isoflurane | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 μL |
| Single lumen polyethylene tube | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm | |
| Small forceps | F.S.T. | NO 11051-10 | |
| Surgical microscope (camera optional) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x and 16x objective |
| Suture 7-0 prolene | Ethicon | 8708H | |
| Suture 9-0 polypropylene monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm | VetEquip | 901820 | |
| Vented 2-Liter plexiglass induction chamber | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H) |
| Warming lamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazine | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
Referências
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
- Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918 (2020).
- Flecknell, P. . Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , (2009).
- Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114 (2018).
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- . Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019)
- . Mouse-Specific Anesthesia Guidance Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019)
- Paddleford, R. . Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , (2000).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
- Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
- Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755 (2014).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Du, X. -. J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
- Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
- Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
- West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 2473-2478 (2002).
- Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
- Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).
