Anestesi och intubation av preadolescenta musungar för kardiotorakisk kirurgi
Summary
Kardiotorakiska kirurgiska modeller hos möss >7 dagar gamla kräver intubation, men detta är utmanande för preadolescent (8-14 dagar gamla) musungar och det finns lite information om bedövningsregimer för intubation. Här presenterar vi doseringsregimer av ketamin / xylazin / atropin i 10 dagar gamla C57BL / 6J musungar som tillåter endotrakeal intubation, samtidigt som djurdödligheten minimeras.
Abstract
Murina kirurgiska modeller spelar en viktig roll i preklinisk forskning. Mekanistiska insikter om myokardiell regenerering efter hjärtskada kan erhållas från kardiotorakiska kirurgimodeller hos 0-14 dagar gamla möss, vars kardiomyocyter, till skillnad från vuxnas, behåller proliferativ kapacitet. Musvalpar upp till 7 dagar gamla immobiliseras effektivt av hypotermi och kräver inte intubation för kardiotorakisk kirurgi. Preadolescent (8-14 dagar gamla) musungar kräver dock intubation, men detta är utmanande och det finns lite information om anestesi för att underlätta intubation. Här presenterar vi doseringsregimer av ketamin / xylazin / atropin i 10 dagar gamla C57BL / 6J musungar som tillåter endotrakeal intubation, samtidigt som djurdödligheten minimeras. Empirisk titrering av doseringsregimer för ketamin/xylazin/atropin till kroppsvikt indikerade att svaret på anestesi hos musungar med olika vikter var icke-linjärt, varvid doser på 20/4/0,12 mg/kg, 30/4/0,12 mg/kg och 50/6/0,18 mg/kg underlättade intubation av ungar som väger mellan 3,15-4,49 g (n = 22), 4,50-5,49 g (n = 20) och 5,50-8,10 g (n = 20), respektive. Valpar med lägre kroppsvikt krävde fler intubationsförsök än tyngre valpar (p < 0,001). Överlevnad efter intubation korrelerade med kroppsvikt (59%, 70% och 80% för låg-, mellan- respektive högviktsgrupper, R2 = 0,995). För hjärtinfarktkirurgi efter intubation inducerades ett kirurgiskt anestesiplan med 4,5% isofluran i 100% syre och bibehölls med 2% isofluran i 100% syre. Överlevnaden efter operationen var liknande för de tre viktgrupperna med 92%, 86% och 88% (p = 0,91). Tillsammans med förbättringar i djurhanteringspraxis för intubation och kirurgi, och minimering av kannibalisering av dammen efter operationen, korrelerade den totala överlevnaden för hela proceduren (intubation plus kirurgi) med kroppsvikt (55%, 60% och 70% för låg-, mellan- och högviktsgrupper, R2 = 0,978). Med tanke på svårigheten med intubation av 10-dagars gamla valpar och den därmed sammanhängande höga dödligheten rekommenderar vi att kardiotorakisk kirurgi hos 10 dagar gamla valpar begränsas till valpar som väger minst 5,5 g.
Introduction
Murinmodeller är ovärderliga verktyg i preklinisk kardiotorakisk forskning, särskilt på grund av den lätthet med vilken genetiskt konstruerade muslinjer kan genereras, och även den lätthet med vilken mössen kan manipuleras kirurgiskt för att tillhandahålla patologiska sjukdomsmodeller för att möjliggöra till exempel studier av myokardiell regenerering efter hjärtskada1 . I detta avseende är det av intresse att, till skillnad från vuxna möss där kardiomyocyter har dragit sig tillbaka från cellcykeln, reparerar 0-2 dagar gamla neonatala mushjärtan med minimal ärrbildning efter apikal resektion eller induktion av hjärtinfarkt 2,3,4. Däremot regenererar 7-dagars gamla neonatalhjärtan ofullständigt med en högre förekomst av ärrbildning 2,3. Eftersom kardiomyocyter i toppen av vänster kammare behåller proliferativ kapacitet i upp till 2 veckor efter födseln kan mekanistiska studier av regenerering efter hjärtskada hos 0-14 dagar gamla möss vara informativa för att identifiera terapeutiska mål för regenerering av det skadade vuxna hjärtat5.
Utvecklingen av musmodeller av hjärtskada innebär kirurgisk manipulation under anestesi. Detta kräver att bröstkorgen öppnas för att komma åt hjärtat, vilket i allmänhet kräver intubation och mekanisk ventilation. Musbelastning, kroppsvikt och ålder påverkar känsligheten för anestetika6. Vuxna möss kan bedövas med ett brett spektrum av medel, en vanlig behandling för intubation är ketamin / xylazin / atropin vid 100/13/0,5 mg / kg 6,7. Neonatala möss (0-7 dagar gamla) saknar en centraliserad smärtreflex och kan effektivt immobiliseras på is och utsättas för operation utan intubation 6,8,9. Preadolescent (8-14 dagar gamla) musungar kan inte bedövas med hypotermi 9,10; De kräver intubation för kardiotorakisk kirurgi. Det finns inga tidigare studier på kardiotorakisk kirurgi hos preadolescenta möss som är yngre än 14 dagar. Enligt vår erfarenhet är intubation av isofluran-bedövade preadolescenta möss under 14 dagar svårt. Den rekommenderade injicerbara bedövningsregimen som rapporterats för möss äldre än 7 dagar är 50-150 mg/kg ketamin och 5-10 mg/kg xylazin10. Preadolescenta möss utvecklas fortfarande neurologiskt och deras svar på läkemedel och läkemedelsmetabolism skiljer sig mycket från vuxna djur6. Detta medför ökad risk för vätske-, elektrolyt- och syra-basobalans, liksom hypoglykemi och hypotermi på grund av inte bara deras höga ämnesomsättning, som snabbt tömmer deras begränsade energilager, utan också på grund av deras termoregulatoriska omogenhet 6,11,12. Således finns det lite information om bedövningsregimer som både underlättar intubation och maximerar överlevnaden av preadolescenta möss.
Här titrerade vi empiriskt doseringsregimer av ketamin / xylazin / atropin hos 10 dagar gamla C57BL / 6J musungar som sträcker sig i vikt från 3-8 g för att uppnå ett anestesiplan som är tillräckligt för att möjliggöra endotrakeal intubation för efterföljande kardiotorakisk kirurgi, samtidigt som djurdödligheten minimeras. Vi förfinade också djurhanteringsmetoder för att minska dödligheten från intubation, kirurgi och postkirurgisk moderns kannibalism.
Protocol
Representative Results
Discussion
För närvarande finns det inga väldokumenterade metoder för anestesi och intubation av 10 dagar gamla möss för kardiotorakisk kirurgi. För detta ändamål har vi titrerat ketamin / xylazin / atropin doseringsregimer till kroppsvikt, varigenom doser på 20/4/0,12 mg / kg, 30/4/0,12 mg / kg och 50/6 / 0,18 mg / kg underlättade intubation av valpar med låg (3,15-4,49 g), mitten (4,50-5,49 g) respektive hög (5,50-8,10 g) kroppsvikt. Överlevnad efter intubation korrelerade med kroppsvikt (59%, 70% och 80% för låg-…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Detta arbete stöddes av NHMRC Program Grant [ID 1074386], ett Leducq Transatlantic Network of Excellence in Cardiovascular Research-bidrag [RMG] och ett bidrag från RT Hall Trust [RMG & SEI].
Materials
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorphine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Fiber-optic light | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Version 9.1.2 | |
| Intubation platform | – | – | Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H) |
| Isoflurane | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 μL |
| Single lumen polyethylene tube | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm | |
| Small forceps | F.S.T. | NO 11051-10 | |
| Surgical microscope (camera optional) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x and 16x objective |
| Suture 7-0 prolene | Ethicon | 8708H | |
| Suture 9-0 polypropylene monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm | VetEquip | 901820 | |
| Vented 2-Liter plexiglass induction chamber | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H) |
| Warming lamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazine | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
Referências
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
- Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918 (2020).
- Flecknell, P. . Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , (2009).
- Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114 (2018).
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- . Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019)
- . Mouse-Specific Anesthesia Guidance Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019)
- Paddleford, R. . Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , (2000).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
- Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
- Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755 (2014).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Du, X. -. J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
- Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
- Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
- West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 2473-2478 (2002).
- Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
- Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).
