JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicina

Позитронно-эмиссионная томография сердца высокого разрешения / компьютерная томография для мелких животных

Published: December 16, 2022
doi:
10.3791/64066
, , , , , ,
1CNR Institute of Clinical Physiology, 2Sant’Anna School of Advanced Studies, 3Fondazione Regione Toscana/CNR “G. Monasterio”

Summary

Здесь мы представляем экспериментальный протокол визуализации для количественной оценки сердечной функции и морфологии с использованием позитронно-эмиссионной томографии / компьютерной томографии высокого разрешения для мелких животных. Рассматриваются как мыши, так и крысы, обсуждая различные требования к контрастным агентам компьютерной томографии для двух видов.

Abstract

Позитронно-эмиссионная томография (ПЭТ) и компьютерная томография (КТ) являются одними из наиболее используемых методов диагностической визуализации, и оба служат для понимания сердечной функции и метаболизма. В доклинических исследованиях используются специализированные сканеры с высокой чувствительностью и высоким пространственно-временным разрешением, предназначенные для удовлетворения высоких технологических требований, связанных с небольшим размером сердца и очень высокой частотой сердечных сокращений мышей и крыс. В этой статье описан протокол бимодальной визуализации сердца ПЭТ/КТ для экспериментальных моделей сердечных заболеваний на мышах и/или крысах, от подготовки животных и получения и реконструкции изображений до обработки и визуализации изображений.

В частности, 18F-меченые фтордезоксиглюкоза ([18F]FDG)-ПЭТ-сканирование позволяют измерять и визуализировать метаболизм глюкозы в различных сегментах левого желудочка (ЛЖ). Полярные карты являются удобными инструментами для отображения этой информации. Часть КТ состоит из 3D-реконструкции всего сердца с временным разрешением (4D-CT) с использованием ретроспективного гатинга без проводов электрокардиографии (ЭКГ), что позволяет проводить морфофункциональную оценку ЛЖ и последующую количественную оценку наиболее важных параметров сердечной функции, таких как фракция выброса (EF) и ударный объем (SV). Используя встроенный ПЭТ/КТ-сканер, этот протокол может быть выполнен в рамках одной и той же индукции анестезии без необходимости перемещать животное между различными сканерами. Следовательно, ПЭТ / КТ можно рассматривать как комплексный инструмент для морфофункциональной и метаболической оценки сердца в нескольких моделях сердечных заболеваний на мелких животных.

Introduction

Модели мелких животных чрезвычайно важны для продвижения понимания сердечно-сосудистых заболеваний 1,2. Неинвазивные, диагностические инструменты визуализации произвели революцию в том, как мы смотрим на сердечную функцию в последние десятилетия, как в клинических, так и в доклинических условиях. Что касается моделей сердечных заболеваний на мелких животных, были разработаны специальные инструменты визуализации с очень высоким пространственно-временным разрешением. Таким образом, такие инструменты могут соответствовать необходимости точной количественной оценки соответствующих метаболических и кинетических параметров миокарда на очень маленьких и очень быстро движущихся сердцах мышей и крыс в конкретных моделях заболеваний, таких как сердечная недостаточность (HF)3 или инфаркт миокарда (MI)4. Для этой цели существует несколько модальностей, каждая из которых имеет свои сильные и слабые стороны. Ультразвуковая (УЗИ) визуализация является наиболее широко используемой модальностью из-за ее большой гибкости, очень высокого временного разрешения и относительно низкой стоимости. Внедрение визуализации сердца в США у мелких животных значительно возросло с момента появления систем, использующих зонды со сверхвысокой частотой 5,6, с пространственным разрешением ниже 50 мкм.

Одним из основных недостатков УЗИ для полностью 3D-визуализации сердца является необходимость линейного сканирования вдоль оси сердца путем установки зонда на моторизованной стадии трансляции для создания полного стека динамических изображений B-режима всего сердца7. В конечном итоге эта процедура приводит (после точной пространственной и временной регистрации изображений, полученных в каждой позиции зонда) к 4D-изображению с различным пространственным разрешением между плоским и внеплоскостным направлениями. Та же проблема неравномерного пространственного разрешения возникает в сердечной МРТ (CMR)8, которая по-прежнему представляет собой золотой стандарт в функциональной визуализации сердца. Реальная изотропная 3D-визуализация может быть получена с использованием как компьютерной томографии (КТ), так и позитронно-эмиссионной томографии (ПЭТ)9. ПЭТ обеспечивает очень чувствительный инструмент с точки зрения сигнала изображения на количество вводимого зонда (в наномолярном диапазоне), даже если он страдает от сниженного пространственного разрешения по сравнению с КТ, МРТ или УЗИ. Основным преимуществом ПЭТ является его способность отображать клеточные и молекулярные механизмы, лежащие в основе патофизиологии органа. Например, ПЭТ-сканирование после инъекции [18F]FDG позволяет реконструировать 3D-карту метаболизма глюкозы в организме. Сочетая это с динамическим (т.е. временным) сбором данных, трассирующее кинетическое моделирование может быть использовано для расчета параметрических карт метаболических скоростей поглощения глюкозы (MRGlu), которые предоставят важную информацию о жизнеспособности миокарда10.

КТ требует значительных объемов внешних контрастных веществ (СА) в высоких концентрациях (до 400 мг йода на мл) для обеспечения измеримого усиления соответствующих компонентов ткани (например, крови против мышц), но она превосходит пространственное и временное разрешение, особенно при использовании современных микро-КТ-сканеров, предназначенных для визуализации мелких животных. 11 Типичной моделью заболевания, в которой может быть применена сердечная ПЭТ/КТ, является экспериментальная оценка инфаркта миокарда и сердечной недостаточности и связанного с этим ответа на терапию. Распространенным способом индуцирования ИМ у мелких животных является хирургическая перевязка левой передней нисходящей (LAD) коронарной артерии12,13, а затем продольная оценка прогрессирования заболевания и ремоделирование сердца в последующие дни4. Тем не менее, количественная морфофункциональная оценка сердца у мелких животных в значительной степени применима и для других моделей заболеваний, таких как оценка влияния старения на сердечную функцию14 или измененную экспрессию рецепторов в моделях ожирения15. Представленный протокол визуализации не ограничивается какой-либо данной моделью заболевания и, следовательно, может представлять наибольший интерес в нескольких контекстах доклинических исследований с мелкими грызунами.

В этой статье мы представляем от начала до конца экспериментальный протокол для визуализации сердца с использованием интегрированных ПЭТ / КТ мелких животных. Несмотря на то, что представленный протокол предназначен для конкретного бимодального интегрированного сканера, ПЭТ и КТ части описанной процедуры могут быть выполнены независимо на отдельных сканерах разных производителей. В используемом ПЭТ/КТ сканере последовательность операций организована в заранее запрограммированном рабочем процессе. Основными ветвями каждого рабочего процесса являются один или несколько протоколов сбора; каждый протокол сбора может иметь одну или несколько ветвей для определенных протоколов предварительной обработки, и, в свою очередь, каждый протокол предварительной обработки может иметь одну или несколько ветвей для конкретных протоколов реконструкции. Описана как подготовка животного на визуализирующей кровати, так и подготовка внешних агентов, вводимых во время процедур визуализации. После завершения процедуры получения изображения приводятся примеры процедур количественного анализа изображений на основе общедоступных программных средств. Основной протокол специально разработан для моделей мышей; Несмотря на то, что мышь остается наиболее используемым видом в этой области, мы также показываем адаптацию протокола для визуализации крыс в конце основного протокола. Репрезентативные результаты показаны как для мышей, так и для крыс, демонстрируя тип выхода, который можно было бы ожидать с описанными процедурами. В конце этого документа проводится подробное обсуждение, чтобы подчеркнуть плюсы и минусы техники, критические моменты, а также то, как различные РАДИОИНДИКАТОРЫ ПЭТ могут быть использованы почти без изменений на подготовительных этапах и этапах приобретения/реконструкции.

Protocol

Эксперименты на животных проводились в соответствии с рекомендациями Руководства по уходу за лабораторными животными и их использованию Международного руководства по обращению с лабораторными животными, требуемого Европейской директивой (Директива 86/609/ЕЕС 1986 года и Директива 2010/63/UE…

Representative Results

В этом разделе показаны типичные результаты как для ПЭТ, так и для КТ анализа в соответствии с процедурами, описанными до сих пор. На рисунке 6 показаны результаты автоматической сегментации полости миокарда и полости ЛЖ ПЭТ-сканирования [18F]FDG контрольной (здоровой…

Discussion

Протокол, представленный в этой статье, фокусируется на типичной экспериментальной процедуре трансляционных сердечно-сосудистых исследований на небольших животных моделях сердечной травмы с использованием ПЭТ/КТ-визуализации высокого разрешения. Представленные результаты свидете…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование было частично поддержано проектом JPI-HDHL-INTIMIC «GUTMOM»: Материнское ожирение и когнитивная дисфункция у потомства: причинно-следственная роль GUT MicrobiOMe и ранняя диетическая профилактика (проект No INTIMIC-085, Министерство образования Италии, Университет и Указ об исследованиях No 946/2019).

Materials

0.9% sterile saline Fresenius Kabi 0.9% sodium chloride for injection
1025L Physiological Monitoring Small Animal Instruments Physiological monitoring system for small animal imaging
5 mL syringes Artsana Syringes with needle for injection of PET tracer
Atomlab 500 Else Nuclear PET Dose calibrator
Atrium software Inviscan Version 1.5.5 PET/CT operating software
Butterfly catheters Delta Med 27.5 G needle
Carimas software Turku PET Center Version 2.10 Image analysis software
Fenestra VC Medilumine Lipid emulsion iodinated contrast agent for small animals
Heat lamp Heat lamp with clamp and switch
Insulin syringes Artsana Syringes with needle for injection of CT CA
Iomeron 400 mgI/mL Bracco Iomeprol, vascular contrast agent
IRIS PET/CT Inviscan PET/CT scanner for small animals
Isoflurane Zoetis Inhalation anesthetic, 250 mL
OneTouch Glucometer Johnson&Johnson Medical Glucose meter kit
Osirix MD software Pixmeo Version 11 Image analysis software
Oxygen Air liquide Compressed gas
Rectal probe for 1025L Small Animal Instruments Rectal probe with cable for SAII 1025L systems
Respiratory sensor for 1025L Small Animal Instruments Respiratory pillow with tubings for SAII 1025L systems
TJ-3A syringe pump Longer Motorized syringe pump for CT CA injection
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Zaragoza, C. Animal models of cardiovascular diseases. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 497841 (2011).
  2. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: Tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).
  3. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  4. Menichetti, L., et al. MicroPET/CT imaging of αvß3 integrin via a novel 68Ga-NOTA-RGD peptidomimetic conjugate in rat myocardial infarction. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 40 (8), 1265-1274 (2013).
  5. Zhou, H., et al. Development of a micro-computed tomography-based image-guided conformal radiotherapy system for small animals. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 78 (1), 297-305 (2010).
  6. Di Lascio, N., Kusmic, C., Stea, F., Faita, F. Ultrasound-based pulse wave velocity evaluation in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54362 (2017).
  7. Dann, M. M., et al. Quantification of murine myocardial infarct size using 2-D and 4-D high-frequency ultrasound. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 322 (3), 359-372 (2022).
  8. Espe, E. K. Novel insight into the detailed myocardial motion and deformation of the rodent heart using high-resolution phase contrast cardiovascular magnetic resonance. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 15 (1), 82 (2013).
  9. Vanhove, C., et al. Accurate molecular imaging of small animals taking into account animal models, handling, anaesthesia, quality control and imaging system performance. EJNMMI Physics. 2 (1), 31 (2015).
  10. Garcia, M. J., et al. State of the art: Imaging for myocardial viability: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation: Cardiovascular Imaging. 13 (7), 000053 (2020).
  11. Panetta, D., et al. Cardiac computed tomography perfusion: Contrast agents, challenges and emerging methodologies from preclinical research to the clinics. Academic Radiology. 28 (1), 1-18 (2020).
  12. Kusmic, C. Up-regulation of heme oxygenase-1 after infarct initiation reduces mortality, infarct size and left ventricular remodeling: experimental evidence and proof of concept. Journal of Translational Medicine. 12 (1), 89 (2014).
  13. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: A model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
  14. Fischer, M., et al. Comparison of metabolic and functional parameters using cardiac 18F-FDG-PET in early to mid-adulthood male and female mice. EJNMMI Research. 11 (1), 7 (2021).
  15. Valenta, I., et al. Feasibility evaluation of myocardial cannabinoid type 1 receptor imaging in obesity: A translational approach. JACC: Cardiovascular Imaging. 11 (2), 320-332 (2018).
  16. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  17. . Carimas User Manual Available from: https://turkupetcentre.fl/carimas/files/archive/Html/a1.html (2022)
  18. Peters, A. M. Graphical analysis of dynamic data: The Patlak-Rutland plot. Nuclear Medicine Communications. 15 (9), 669-672 (1994).
  19. Choi, Y., et al. Parametric images of myocardial metabolic rate of glucose generated from dynamic cardiac PET and 2-[18F]fluoro-2-deoxy-d-glucose studies. Journal of Nuclear Medicine. 32 (4), 733-738 (1991).
  20. Laffon, E., Marthan, R. Is Patlak y-intercept a relevant metrics. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 48 (5), 1287-1290 (2021).
  21. Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. -. P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: Sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192-200 (2008).
  22. Ng, C. K. Sensitivity of myocardial fluorodeoxyglucose lumped constant to glucose and insulin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 260 (2), 593-603 (1991).
  23. Shoghi, K. I., Welch, M. J. Hybrid image and blood sampling input function for quantification of small animal dynamic PET data. Nuclear Medicine and Biology. 34 (8), 989-994 (2007).
  24. Heuberger, J., Pixmeo, S., Rosset, A. OsiriX User Manual. Blurb. , (2017).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105 (4), 539-542 (2002).
  26. Kolanowski, T. J., et al. Multiparametric evaluation of post-MI small animal models using metabolic ([18F]FDG) and perfusion-based (SYN1) heart viability tracers. International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12591 (2021).
  27. Guiducci, L., et al. Contribution of organ blood flow, intrinsic tissue clearance and glycaemia to the regulation of glucose use in obese and type 2 diabetic rats: A PET study. Nutrition Metabolism and Cardiovascular Diseases. 21 (9), 726-732 (2011).
  28. Tadinada, S. M., et al. Functional resilience of C57BL/6J mouse heart to dietary fat overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 321 (5), 850-864 (2021).
  29. Dreyfuss, A. D., et al. A novel mouse model of radiation-induced cardiac injury reveals biological and radiological biomarkers of cardiac dysfunction with potential clinical relevance. Clinical Cancer Research. 27 (8), 2266-2276 (2021).
  30. Hsu, B. PET tracers and techniques for measuring myocardial blood flow in patients with coronary artery disease. Journal of Biomedical Research. 27 (6), 452-459 (2013).
  31. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  32. Kuntz, J., et al. Fully automated intrinsic respiratory and cardiac gating for small animal CT. Physics in Medicine and Biology. 55 (7), 2069-2085 (2010).
  33. Li, Y., Zhang, W., Wu, H., Liu, G. Advanced tracers in PET imaging of cardiovascular disease. BioMed Research International. 2014, 504532 (2014).
  34. Kim, D. -. Y., Cho, S. -. G., Bom, H. -. S. Emerging tracers for nuclear cardiac PET imaging. Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 52 (4), 266-278 (2018).
  35. Maddahi, J., Packard, R. R. S. Cardiac PET perfusion tracers: Current status and future directions. Seminars in Nuclear Medicine. 44 (5), 333-343 (2014).
  36. Bentourkia, M. Kinetic modeling of PET data without blood sampling. IEEE Transactions on Nuclear Science. 52 (3), 697-702 (2005).
  37. Lammertsma, A. A. Forward to the past: The case for quantitative PET imaging. Journal of Nuclear Medicine. 58 (7), 1019-1024 (2017).
  38. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3172-3178 (2007).
  39. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Molecular Imaging. 4 (2), 110-116 (2005).
  40. Technical Resources. MediLumine Available from: https://www.medilumine.com/technical-resources (2019)
  41. Nebuloni, L., Kuhn, G. A., Müller, R. A Comparative analysis of water-soluble and blood-pool contrast agents for in vivo vascular imaging with micro-CT. Academic Radiology. 20 (10), 1247-1255 (2013).
  42. Panetta, D., et al. Performance evaluation of the CT component of the IRIS PET/CT preclinical tomograph. Nuclear Instruments & Methods in Physics Research Section A: Accelerators Spectrometers Detectors and Associated Equipment. 805, 135-144 (2016).
  43. Gu, J., et al. At what dose can total body and whole abdominal irradiation cause lethal intestinal injury among C57BL/6J mice. Dose-Response. 18 (3), 1559325820956783 (2020).
  44. Amirrashedi, M., Zaidi, H., Ay, M. R. Advances in preclinical PET instrumentation. PET Clinics. 15 (4), 403-426 (2020).
  45. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Physica Medica. 88, 175-192 (2021).
  46. Belcari, N., Del Guerra, A., Panetta, D., Grupen, C., Buvat, I. High-Resolution and Animal Imaging Instrumentation and Techniques. Handbook of Particle Detection and Imaging. , 1497-1535 (2021).
  47. Wang, G., Rahmim, A., Gunn, R. N. PET Parametric imaging: Past, present, and future. IEEE Transactions on Radiation and Plasma Medical Sciences. 4 (6), 663-675 (2020).
  48. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Molecular Imaging and Biology. 16 (2), 235-245 (2014).
  49. van Deel, E., Ridwan, Y., van Vliet, J. N., Belenkov, S., Essers, J. In vivo quantitative assessment of myocardial structure, function, perfusion and viability using cardiac micro-computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (108), e53603 (2016).
  50. Lee, C. -. L., et al. Assessing cardiac injury in mice with dual energy-microCT, 4D-microCT and microSPECT imaging following partial-heart irradiation. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 88 (3), 686-693 (2014).
  51. Harms, H., et al. Comparison of clinical non-commercial tools for automated quantification of myocardial blood flow using oxygen-15-labelled water PET/CT. European Heart Journal – Cardiovascular Imaging. 15 (4), 431-441 (2013).
  52. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantitation with 15O-labelled water PET: High reproducibility of the new cardiac analysis software (CarimasTM). European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 36 (10), 1594-1602 (2009).
  53. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantification with Rb-82 PET: Good interobserver agreement of Carimas software on global, regional, and segmental levels. Annals of Nuclear Medicine. 36, 507-514 (2022).
  54. Nesterov, S. V., et al. One-tissue compartment model for myocardial perfusion quantification with N-13 ammonia PET provides matching results: A cross-comparison between Carimas, FlowQuant, and PMOD. Journal of Nuclear Cardiology. , (2021).
  55. Thackeray, J. T., Kuntner-Hannes, C., Haemisch, Y. Preclinical Multimodality Imaging and Image Fusion in Cardiovascular Disease. Image Fusion in Preclinical Applications. , 161-181 (2019).
  56. Vohra, R., Batra, A., Forbes, S. C., Vandenborne, K., Walter, G. A. Magnetic resonance monitoring of disease progression in mdx mice on different genetic backgrounds. The American Journal of Pathology. 187 (9), 2060-2070 (2017).
  57. Baehr, A., et al. Agrin promotes coordinated therapeutic processes leading to improved cardiac repair in pigs. Circulation. 142 (9), 868-881 (2020).
  58. Lalwani, K., et al. Contrast agents for quantitative microCT of lung tumors in mice. Comparative Medicine. 63 (6), 482-490 (2013).
  59. Bertoldo, A., et al. Evaluation of compartmental and spectral analysis models of [18F]FDG kinetics for heart and brain studies with PET. IEEE Transactions on Bio-medical Engineering. 45 (12), 1429-1448 (1998).
  60. Li, Y., Kundu, B. K. An improved optimization algorithm of the three-compartment model with spillover and partial volume corrections for dynamic FDG PET images of small animal hearts in vivo. Physics in Medicine and Biology. 63 (5), 055003 (2018).
  61. Mabrouk, R., Dubeau, F., Bentourkia, M., Bentabet, L. Extraction of time activity curves from gated FDG-PET images for small animals’ heart studies. Computerized Medical Imaging and Graphics. 36 (6), 484-491 (2012).

Tags

Keywords: Cardiac PET/CTSmall Animal ImagingMyocardial InfarctionCardiometabolic DiseasesCardiac MetabolismCardiac FunctionF-18 FDGIomeprolCaudal Vein CannulationBlood SamplingAnesthesiaTemperature MonitoringRespiration MonitoringMotion Artifacts
check_url/pt/64066?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Panetta, D., Guzzardi, M. A., La Rosa, F., Granziera, F., Terlizzi, D., Kusmic, C., Iozzo, P. High-Resolution Cardiac Positron Emission Tomography/Computed Tomography for Small Animals. J. Vis. Exp. (190), e64066, doi:10.3791/64066 (2022).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image