Summary
Het huidige protocol beschrijft methoden voor transgene expressie in ratten- en muizenharten door directe intramyocardiale injectie van het virus onder echocardiografiebegeleiding. Methoden voor de beoordeling van de gevoeligheid van harten voor ventriculaire aritmieën door de geprogrammeerde elektrische stimulatie van geïsoleerde, langendorff-doordrenkte harten worden hier ook uitgelegd.
Abstract
Hartziekten zijn wereldwijd de belangrijkste oorzaak van morbiditeit en mortaliteit. Vanwege het gebruiksgemak en de overvloed aan transgene stammen, zijn knaagdieren essentiële modellen geworden voor cardiovasculair onderzoek. Spontane dodelijke hartritmestoornissen die vaak sterfte veroorzaken bij patiënten met hartaandoeningen zijn echter zeldzaam in knaagdiermodellen van hartaandoeningen. Dit is voornamelijk te wijten aan de soortverschillen in cardiale elektrische eigenschappen tussen mens en knaagdier en vormt een uitdaging voor de studie van hartritmestoornissen met behulp van knaagdieren. Dit protocol beschrijft een aanpak om efficiënte transgene expressie mogelijk te maken bij muis- en rattenventrikelmyocardium met behulp van echocardiografiegeleide intramusculaire injecties van recombinant virus (adenovirus en adeno-geassocieerd virus). Dit werk schetst ook een methode om een betrouwbare beoordeling van de cardiale gevoeligheid voor aritmieën mogelijk te maken met behulp van geïsoleerde, Langendorff-doordrenkte muizen- en rattenharten met zowel adrenerge als geprogrammeerde elektrische stimulaties. Deze technieken zijn van cruciaal belang voor het bestuderen van hartritmestoornissen geassocieerd met nadelige hartremodellering na verwondingen, zoals een hartinfarct.
Introduction
Hart- en vaatziekten zijn wereldwijd de belangrijkste doodsoorzaak en eisten alleen al in 2017 het leven van 18 miljoen mensen1. Knaagdieren, vooral muizen en ratten, zijn het meest gebruikte model geworden in cardiovasculair onderzoek vanwege het gebruiksgemak en de beschikbaarheid van verschillende transgene overexpressie- of knock-outlijnen. Knaagdiermodellen zijn van fundamenteel belang geweest voor het begrijpen van de ziektemechanismen en voor het identificeren van potentiële nieuwe therapeutische doelen bij myocardinfarct2, hypertensie3, hartfalen4 en atherosclerose5. Het gebruik van knaagdieren in studies van hartritmestoornissen wordt echter beperkt door hun kleine hartomvang en snellere hartslag in vergelijking met menselijke of grote diermodellen. Daarom zijn spontane dodelijke aritmieën bij muizen of ratten na een hartinfarct zeldzaam2. Onderzoekers worden gedwongen zich te concentreren op indirecte secundaire veranderingen die een pro-aritmisch substraat kunnen weerspiegelen, zoals fibrose of genexpressie, zonder betekenisvolle veranderingen in aritmielast of pro-aritmische neigingen te vertonen. Om deze beperking te overwinnen, wordt in dit protocol een methode beschreven die een betrouwbare beoordeling mogelijk maakt van de gevoeligheid van muizen- en rattenharten voor ventriculaire tachyaritmieën na genetische modificatie 6,7 of myocardinfarct2. Deze methode combineert adrenerge receptorstimulatie met geprogrammeerde elektrische stimulatie om ventriculaire tachyaritmieën te induceren in geïsoleerde, langendorff-doordrenkte8 muizen- en rattenharten.
Standaardbenaderingen voor virale genoverdracht in myocardineweefsel van knaagdieren omvatten vaak de blootstelling van het hart door thoracotomie 9,10,11, wat een invasieve procedure is en geassocieerd is met vertraagd herstel van de dieren na de procedure. Dit artikel beschrijft een methode van directe intramyocardiale injectie van het virus onder begeleiding van echografie beeldvorming voor de overexpressie van transgenen. Deze minder invasieve procedure zorgt voor een sneller herstel van het dier na virale injectie en minder weefselletsel, in vergelijking met thoracotomie, vermindert postoperatieve pijn en ontsteking bij het dier en maakt dus een betere beoordeling van de effecten van transgene genen op de hartfunctie mogelijk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle beschreven methoden en procedures zijn goedgekeurd door de ethische beoordelingscommissie voor dieronderzoek aan de Universiteit van Ottawa en de beoordelingscommissie voor bioveiligheid aan het Heart Institute van de Universiteit van Ottawa. De ontwikkelde veiligheidsprotocollen omvatten dat alle procedures die te maken hebben met recombinant adenovirus of adeno-geassocieerd virus (AAV) werden uitgevoerd in een bioveiligheidskast van niveau II. Alle items die in contact kwamen met het virus werden na het experiment grondig ontsmet. Ctnnb1flox/flox en αMHC-MerCreMer muizen (8-12 weken oud, van beide geslachten) en Sprague-Dawley ratten (200-250g, mannelijk) werden gebruikt voor de huidige studie. De dieren werden verkregen uit commerciële bronnen (zie Materiaaltabel). Alle procedures met betrekking tot dieren werden uitgevoerd door personeel dat is opgeleid en goedgekeurd door institutionele regelgevende comités. Bij alle ingrepen werd gebruik gemaakt van passende persoonlijke beschermingsmiddelen.
1. Virale transgene expressie in ventriculaire weefsels van knaagdieren
OPMERKING: Bewaar recombinant adenovirus of AAV dat het doelgen en het bijbehorende controlevirus tot expressie brengt, zoals Ad-GFP (titer van 1 x 1010 PFU/ml) of AAV9-GFP (titer van 1 x 1013 GC/ml) (zie materiaaltabel), in een vriezer van −80 °C.
- Op de dag van virusinjectie ontdooi je het virus op ijs. Aspirateer het virus dat het doelgen en het controlevirus tot expressie brengt in twee afzonderlijke spuiten (volume = 50 μL) met 30 G 1/2 naalden en blijf op ijs tot gebruik.
OPMERKING: Eventuele belletjes in de spuit en naald moeten zorgvuldig worden verwijderd. - Dien buprenorfine toe aan ratten of muizen (0,05 mg /kg voor ratten, 0,1 mg / kg voor muizen, subcutaan), 1 uur later anesthesie induceren met behulp van 3% isofluraan en isofluraan op 2% (in 100% zuurstof bij een stroomsnelheid van 0,5-1,0 l / min) voor de volgende procedure.
- Knijp zachtjes in het lichaam van het dier (bijvoorbeeld de staart) met een tang en als het dier niet reageert op de knijp met lichaamsbewegingen, wordt de juiste verdoving bevestigd.
- Houd de lichaamstemperatuur op 37 °C met behulp van een elektrisch verwarmingskussen. Scheer het haar in de borststreek met behulp van een tondeuse.
OPMERKING: Wees voorzichtig bij het gebruik van een elektrisch verwarmingskussen vanwege mogelijke ongelijke warmteverdeling. - Breng oogheelkundige zalf aan op beide ogen om het uitdrogen van het hoornvlies te voorkomen.
- Houd het dier in rugligging en gebruik een preklinisch beeldvormingssysteem (zie Materiaaltabel) voor echografie van het hart van het dier in de korte-asoriëntatie.
OPMERKING: De volgende stappen worden uitgevoerd in een niveau II bioveiligheidskast die een steriele omgeving biedt. Standaard veiligheidsprocedures, inclusief die met veilige naaldbehandeling, worden gebruikt. - Steriliseer het linker onderste borstgebied van het dier met afwisselende rondes van een op jodium gebaseerde of chloorhexidine-gebaseerde scrub en alcohol drie keer in een cirkelvormige beweging.
- Breng onder begeleiding van echografie de naald van 30 G 1/2 van de spuit met het virus in zoals voorbereid in stap 1.1. in de borst van het dier via de linker onderborstzijde van het lichaam.
- Benader de punt van de naald in de linker ventriculaire voorste vrije wand en injecteer langzaam 10-15 μL van het virus. Controleer de succesvolle injectie in echografiebeelden door de verhoogde helderheid in de buurt van de punt van de naald.
OPMERKING: De hoeveelheid virus die op elke plaats wordt geïnjecteerd, is niet meer dan 15 μL om fysieke schade aan de myocardiale weefsels te voorkomen. - Trek de naald uit het hart en breng deze in andere delen van de linker ventrikel in voor een tweede en derde injectie van dezelfde hoeveelheid virus.
OPMERKING: Het totale aantal injectieplaatsen wordt bepaald door het experimentele ontwerp. Als focale transgene expressie vereist is, is slechts één injectie nodig; als meer diffusieve transgene expressie vereist is, zijn meestal meerdere injectieplaatsen (drie tot vijf) nodig. - Na het voltooien van de injecties, breng het dier terug naar zijn kooi.
- Controleer het dier zorgvuldig totdat het weer voldoende bewustzijn heeft gekregen om sternale lighouding te behouden en terug te brengen naar zijn huisvestingskamer.
- Dien buprenorfine HCl (0,1 mg/kg, tweemaal daags voor muizen, 0,05 mg/kg, tweemaal daags voor ratten, subcutaan) toe aan het dier gedurende de volgende 2 dagen. Breng dieren terug naar het vivarium en controleer dagelijks op ongebruikelijke tekenen van pijn of angst, en indien gevonden, behandel dieren volgens de protocollen van de institutional animal care committee.
2. Beoordeling van de gevoeligheid voor hartritmestoornissen
OPMERKING: Beoordeel 4-6 dagen na adenovirusinjectie en 1-2 weken na AAV-injectie de gevoeligheid van de dierenharten voor hartritmestoornissen volgens stappen 2.1.-2.2.
- Voer Langendorff-perfusie van het ratten- of muizenhart uit.
- Bereid Tyrode-oplossing door het volgende toe te voegen aan 1 l water: NaCl, 7,9 g (definitief = 135 mM); KCl, 0,37 g (5,0 mM); CaCl2, 0,27 g (1,8 mM); MgCl2, 0,24 g (1,2 mM); HEPES, 2,38 g (10 mM); en glucose, 1,8 g (10 mM). Stel de pH in op 7,40 met NaOH (zie Materiaalopgave).
- Filtreer de oplossing met een filter van 0,2 μm en bel continu met 100% O2 tijdens stap 2.1.6.-2.2.8.
- Dien heparine toe aan de rat of muis (500 E/kg, intraperitoneale injectie) en verdoof het dier 10 minuten later met 3% isofluraan. Zorg voor voldoende verdoving met een zachte knijp op het lichaam.
- Gebruik een scalpel om een verticale incisie van 1-1,5 cm in de middelste claviculaire lijn te maken voor een linker thoracotomie en het hart bloot te stellen.
- Verzamel het hart door te knippen met een schaar op het niveau van de aortaboog en plaats het hart onmiddellijk in ijskoude Tyrode-oplossing.
OPMERKING: Voorzichtigheid is geboden om het hart niet te beschadigen tijdens het verzamelen van het hart. - Cannuleer de aorta van het hart met een stompe naald (18 G voor ratten; 23 G voor muizen) aangesloten op een gemodificeerd Langendorff-perfusiesysteem (zie Materiaaltabel) in de constante stroomsnelheidsmodus. Pas het debiet aan om de perfusiedruk op 70-80 mmHg te houden.
OPMERKING: Eventuele bubbels in de perfusienaald moeten vóór de aortacantnulatie worden verwijderd. Het gebruik van een ontleedmicroscoop vergemakkelijkt de cannulatie. - Plaats het gecannuleerde hart in een met siliconenelastomeer gecoateplastic schaal van 9, 10 cm met de linker ventrikel naar boven gericht en perfuseer het hart 9,12 met O2-bubbels Tyrode-oplossing bij 37 °C.
- Controleer de juiste aortacantnulatie aan het begin van de perfusie door de bloeduitspoeling van het hart tijdens de eerste twee tot drie hartslagen en de verandering van de hartkleur van rood naar bleek te observeren.
- Plaats de elektroden van een ECG-systeem voor kleine dieren (zie Materiaaltabel) rond het hart door ze in de siliconenelastomeerlaag in de schaal te brengen (figuur 1). Neem ECG op met behulp van compatibele software.
- Voer adrenerge receptorstimulatie en geprogrammeerde elektrische stimulatie uit om ventriculaire tachyaritmieën te induceren.
- Na succesvolle aorta-cannulatie, blijf het hart gedurende 20 minuten doordringen met Tyrode-oplossing om de hartvoorbereiding te stabiliseren.
- Voeg 1 μM isoproterenol (zie materiaaltabel) toe aan de Tyrode-oplossing die wordt gebruikt voor hartperfusie in stap 2.2.3.-2.2.8.
- Stimuleer na 10 minuten isoproterenolperfusie het hart aan de top met twee platina-elektroden aangesloten op een elektrische stimulator (zie Materiaaltabel).
- Begin met de stimulatieprocedure (figuur 2), die 10 opeenvolgende stimuli omvat (S1, 5 V, intervallen van 100 ms) die worden gevolgd door een extra stimulus (S2) met een initieel interval van 80 ms. Verminder het S2-interval telkens met 2 ms totdat de hartslag niet langer kan worden vastgelegd (d.w.z. het bereiken van de effectieve refractaire periode van het hart, ERP)13.
- Controleer alle geïnduceerde ventriculaire tachyaritmieën (inclusief ventriculaire tachycardie en fibrillatie) door ECG.
- Als er geen aritmieën worden geïnduceerd door de bovenstaande procedure, voeg dan nog een extra stimulus (S3) toe na S2 met dezelfde initiële (80 ms) en afname (met 2 ms) intervallen totdat het ERP is bereikt.
- Als ventriculaire tachyaritmieën nog steeds niet worden geïnduceerd, voeg dan nog een extra stimulus (S4) toe na S3 met dezelfde initiële en afnemende intervallen totdat het ERP is bereikt.
- Als ventriculaire tachyaritmieën nog steeds niet worden geïnduceerd (zoals verwacht bij controle gezonde harten), stop dan met het elektrische stimulatieprotocol en beschouw het hart als niet-induceerbaar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Bij injectie volgens het hier beschreven protocol (figuur 1) klopt een geïsoleerd ratten- of muizenhart ritmisch en stabiel gedurende ten minste 4 uur. Als het experimentele ontwerp een langere periode van hartperfusie vereist, is het nuttig om albumine toe te voegen aan de perfusieoplossing om het optreden van myocardineem na langdurige perfusie te verminderen14. De opname van isoproterenol in de perfusieoplossing bootst de activering van het sympathische zenuwstelsel na die optreedt bij veel aritmogene aandoeningen zoals een hartinfarct en hartfalen. Tijdens de geprogrammeerde elektrische stimulatie wordt de succesvolle pacing van het hart geverifieerd door (1) de 1:1 opname van de hartslag tijdens de opeenvolgende S1-stimuli en (2) het langdurige (of bredere) QRS-complex tijdens S1-pacing (figuur 3 en figuur 4). Dit laatste komt omdat het hart aan de top wordt getemporiseerd en de langzamere geleiding van de activering in de ventriculaire weefsels de duur van het QRS-complex verhoogt.
Zoals aangetoond in de gepubliceerde gegevens 2,7 (figuur 3 en figuur 4), veroorzaakten deze gecombineerde adrenerge en elektrische stimulaties geen ventriculaire tachyaritmieën (gedefinieerd als ten minste drie opeenvolgende voortijdige ventriculaire complexen, PVC's) in gezonde muizenharten (schijnbediende wildtypeharten in figuur 3) of in controlerattenharten (controle Ad-GFP-geïnjecteerde rattenharten in figuur 4 ). Daarentegen induceerde hetzelfde protocol ventriculaire tachyaritmieën bij 77% van de wild-type muizenharten na een hartinfarct (figuur 3B) en bij drie van de vier rattenharten na intramyocardiale injectie van Ad-Wnt3a (figuur 4). Dit toont de hoge betrouwbaarheid van deze ventriculaire aritmie-inducerende benadering.
Succesvolle intramyocardiale transgene expressie na virusinjectie kan worden geverifieerd door upregulated mRNA- en eiwitniveaus van het transgen in de myocardiale weefsels geïdentificeerd door real-time kwantitatieve RT-PCR, western blot of immunohistochemie. Als het virus een fluorescerend reportergen tot expressie brengt, zoals GFP, kan succesvolle virale transductie ook worden geverifieerd in geïsoleerde, levende, enkele cardiomyocyten door hun expressie van GFP9.
Figuur 1: Langendorff-perfusie van een geïsoleerd rattenhart. Het hart wordt verzameld van het dier en de aorta wordt gecannuleerd met een stompe naald van 18 G. De naald is verbonden met een spuit van 10 ml gevuld met 37 °C Tyrode-oplossing bij een druk van 70-80 mmHg. Het hart wordt geplaatst in een siliconen elastomeer-gecoate, 10 cm plastic schaal met de linker ventrikel naar boven gericht. Elektroden (rode, groene en zwarte kleuren) van een ECG-systeem voor kleine dieren worden rond het hart geplaatst door ze in de siliconenelastomeercoating in de schaal te brengen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Adrenerge en elektrische stimulaties van het langendorff-geperfundeerde hart. (A) Ratten- of muizenhart wordt toegediend op een Langendorff-systeem zoals weergegeven in figuur 1, en 1 μM isoproterenol wordt toegevoegd aan de perfuserende Tyrode-oplossing om de β1 adrenerge receptoren van het hart te stimuleren. Het hart wordt vervolgens aan de top gestimuleerd door twee platina-elektroden die zijn aangesloten op een stimulator. (B) Weergave van de geprogrammeerde elektrische stimulatie. Zie stap 2.2 voor meer informatie. Het cijfer is aangepast met toestemming van Wang et al.2. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Ventriculaire tachyaritmieën geïnduceerd in muizenharten na een myocardinfarct. (A) Representatief ex vivo ECG (Lood II) met geprogrammeerde elektrische stimulatie (PES)-geïnduceerde ventriculaire tachycardie (VT, gedefinieerd als drie of meer opeenvolgende voortijdige ventriculaire complexen, PVC's) in een wild-type (WT) muizenhart (na 8 weken na myocardinfarct, MI) wanneer gestimuleerd met één extra stimulus (S2) maar slechts één enkel PVC in een hartspecifiek β-catenine knock-out (KO) muishart (na 8 weken na MI) wanneer gestimuleerd met drie extra stimuli (S4). Isoproterenol (1 μM) werd opgenomen in de perfuserende Tyrode-oplossing tijdens de PES-stimulatie. Cardiale β-catenine (Ctnnb1) knock-out muizen werden gegenereerd door het kruisen van Ctnnb1flox/flox muizen (met exonen 2 tot 6 floxed) met αMHC-MerCreMer muizen. Op de leeftijd van 8-12 weken, Ctnnb1flox/flox;αMHC-MerCreMer+/− muizen (KO) en nestgenoot Ctnnb1flox/flox; αMHC-MerCreMer−/− muizen (gebruikt als controlejongens) kregen dagelijks subcutane injecties met tamoxifen (20 mg/kg/dag) gedurende 5 opeenvolgende dagen voordat ze werden toegewezen aan de MI- of shamgroep. (B) Samenvatting van PES-geïnduceerde PVC's en VT's in WT- en KO-harten 1 week of 8 weken na MI. Aan elk hart werd een aritmiescore toegekend volgens de criteria in de linkertabel. Na 8 weken na MI werd VT met succes geïnduceerd in 77% van de WT-harten, maar alleen in 18% van de KO-harten. Gegevens werden geanalyseerd door tweerichtings ANOVA en een Bonferroni post-hoc vergelijking. De foutbalken geven standaardfout (SE) aan. De figuur is gereproduceerd met toestemming van Wang et al.2. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Ventriculaire tachyaritmieën geïnduceerd in rattenharten na intramyocardiale injectie van een virus dat Wnt3a tot expressie brengt. (A) PES geïnduceerde ventriculaire aritmieën in harten van ratten (200-250 g, mannelijk, Sprague-Dawley) op dag 4-6 na intramyocardiale injectie van een adenovirus dat Wnt3a tot expressie brengt (Ad-Wnt3a, onder) maar niet in harten geïnjecteerd met controle-adenovirus dat GFP tot expressie brengt (Ad-GFP, boven). Harten werden geïsoleerd en doordrenkt met een Langendorff-systeem. Isoproterenol (1 μM) werd opgenomen in de perfuserende Tyrode-oplossing tijdens de PES-stimulatie. Ex vivo ECG werd continu geregistreerd tijdens PES-stimulatie. Merk op dat 11 opeenvolgende S1-stimuli (blauwe kleur) werden gebruikt in dit experiment. (B) Samenvatting van studies in panel (A): Ventriculaire tachycardie (VT) werd geïnduceerd door PES in drie van de vier harten met Ad-Wnt3a-injectie, maar in geen van de vier harten met controle Ad-GFP. De figuur is gereproduceerd met toestemming van Lu et al.7. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Verschillende stappen zijn van cruciaal belang voor het succes van de langendorff-doordrenkte, geïsoleerde hartpreparaat. Ten eerste is het belangrijk om schade aan het hart tijdens het verzamelen van het hart te voorkomen (bijvoorbeeld als gevolg van per ongeluk knijpen of knippen met de schaar). Ten tweede is het van cruciaal belang om het verzamelde hart zo snel mogelijk in koude Tyrode-oplossing te plaatsen, omdat dit de hartslag zal stoppen en het zuurstofverbruik van het hart zal verminderen. Ten derde mag het inbrengen van de naald in de aorta niet te diep zijn - idealiter bevindt de punt van de naald zich dicht bij het niveau van de aortaklep, zodat het hart goed door de kransslagaders wordt doordrenkt. Ten slotte moeten bubbels in de perfusienaald worden verwijderd voorafgaand aan de aorta-cannulatie - het is meestal nuttig om de pomp een paar seconden vlak voor de cannulatie in te schakelen om de bel aan de punt van de naald te verwijderen.
Het langendorff-geperfuseerde hartpreparaat heeft verschillende voordelen ten opzichte van de in vivo studies bij dieren. Ten eerste is het mogelijk om de concentratie en duur van geneesmiddelen die op het hart worden aangebracht (bijv. Isoproterenol, zoals gebruikt in deze studie) nauwkeurig te regelen. Ten tweede biedt het gemakkelijke toegang tot de verschillende delen van het hart voor stimulatie (bijv. Elektrische pacing aan de top in dit manuscript) of fysiologische signaalregistratie (bijv. Optische mapping van de ventriculaire weefsels na het laden met een Ca2 + -gevoelige of spanningsgevoelige kleurstof, die hier niet wordt beschreven). Bovendien kan de hartfunctie, zoals ventriculaire contractiliteit, gemakkelijk worden gemeten door een ballon in de linker ventrikel in te brengen en de ballon te verbinden met een drukomvormer8. Ten derde kunnen de intrinsieke eigenschappen van het hart, zoals hartslag en ventriculaire contractiliteit, worden onderzocht zonder de complicerende factoren in in vivo studies, zoals het autonome zenuwstelsel en circulerende hormonen. De beperking van het langendorff-doordrenkte hart is echter dat het de cross-talk tussen verschillende organen of weefsels in vivo 15,16,17 mist via circulerende factoren of het autonome zenuwstelsel, wat in sommige studies cruciale spelers kan zijn.
De ex vivo ECG-opname van het langendorff-doordrenkte hart, zoals hier en in de vorige publicaties beschreven 2,6,7,9, heeft het voordeel van contactloze opname en vormt geen verstoring van de functie van het hart in vergelijking met andere benaderingen zoals optische mapping, die het laden van Ca 2+ vereist -gevoelige of spanningsgevoelige kleurstoffen en het gebruik van een excitatiecontractie-ontkoppelaar om mechanische hartbewegingen (zoals blebbistatine) te verminderen 12,18. De optische mapping heeft echter het voordeel dat het meer gedetailleerde informatie geeft over de elektrische activiteiten van het hart, zoals de oorsprong van de hartslag, het patroon van myocardiale activering en de myocardiale geleidingssnelheid.
De methode van directe intramyocardiale injectie van een virus, zoals hier beschreven, kan ook worden gebruikt voor de levering van andere therapeutische materialen 19,20,21,22,23,24, zoals biomaterialen, exonen, gemodificeerd mRNA en van stamcellen afgeleide cardiomyocyten. De echografie-geleide intramyocardiale injectie heeft verschillende voordelen ten opzichte van de traditionele thoracotomie-gebaseerde injectiebenadering. Ten eerste is het minder invasief en zorgt het voor een sneller herstel van de dieren na de injectieprocedure. Dit vermindert procedure-geassocieerde effecten op de dieren (bijvoorbeeld die veroorzaakt door postoperatieve pijn en borstweefselontsteking wanneer een invasieve thoracotomie wordt gebruikt). Ten tweede verifieert echografie een succesvolle virusinjectie in het hart, wat de consistentie en reproduceerbaarheid van de resultaten verhoogt. De beperking van de echogeleide virusinjectiebenadering is echter dat de locaties van de virusinjectieplaatsen niet zo nauwkeurig kunnen worden gecontroleerd als in de op thoracotomie gebaseerde benadering, die visuele lokalisatie van de verschillende hartregio's mogelijk maakt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door de Canadian Institutes of Health Research (CIHR) Project Grants (PJT-148918 en PJT-180533, aan WL), de CIHR Early Career Investigator Award (AR8-162705, aan WL), de Heart and Stroke Foundation of Canada (HSFC) McDonald Scholarship en New Investigator Award (S-17-LI-0866, aan WL), Student Scholarships (aan JW en YX), en een Postdoctoral Fellowship (aan AL) van de University of Ottawa Cardiac Endowment Funds aan het Heart Institute. De auteurs bedanken de heer Richard Seymour voor zijn technische ondersteuning. Figuur 2 is gemaakt met Biorender.com met goedgekeurde licenties.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 30 G 1/2 PrecisionGlide Needle | Becton Dickinson (BD) | 305106 | |
| adeno-associated virus (AAV9-GFP) | Vector Biolabs | 7007 | |
| adenovirus (Ad-GFP) | Vector Biolabs | 1060 | |
| adenovirus (Ad-Wnt3a) | Vector Biolabs | ADV-276318 | |
| Biosafety cabinet (Level II) | Microzone Corporation | N/A | Model #: BK-2-4 |
| Buprenorphine | Vetergesic | DIN 02342510 | |
| Calcium Chloride | Sigma-Aldrich | 102378 | |
| D-Glucose | Fisher Chemical | D16-1 | |
| Hair clipper | WAHL Clipper Corporation | 78001 | |
| Hamilton syringe | Sigma-Aldrich | 20701 | 705 LT, volume 50 μL |
| Heating pad | Life Brand | E12107 | |
| Heparin | Fresenius Kabi | DIN 02264315 | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H4034 | |
| Isoflurane | Fresenius Kabi Ltd. | M60303 | |
| Isoproterenol hydrochloride | Sigma-Aldrich | 1351005 | |
| LabChart 8 software | ADInstruments Inc. | Version 8.1.5 | for ECG recording |
| Magnesium chloride hexahydrate | Sigma-Aldrich | M2393 | |
| Mice (Ctnnb1flox/flox) | Jackson Labs | 4152 | |
| Mice (αMHC-MerCreMer) | Jackson Labs | 5650 | |
| Microscope | Leica | S9i | for Langendorff system |
| MS400 transducer | VisualSonic Inc. | N/A | |
| Ophthalmic ointment | Systane | DIN 02444062 | |
| Potassium Chloride (KCl) | Sigma-Aldrich | P9541 | |
| Pressure meter | NETECH | DigiMano 1000 | for Langendorff system |
| Pump | Cole-Parmer | UZ-77924-65 | for Langendorff system |
| Rat (Sprague-Dawley, male) | Charles River | 400 | |
| Scalpel blades | Fine Science Tools | 10010-00 | |
| Scalpel handle | Fine Science Tools | 10007-12 | |
| Silicone elastomer | Down Inc. | Sylgard 184 | for Langendorff system |
| Small animal ECG system | ADInstruments Inc. | N/A | Powerlab 8/35 and Animal Bio Amp |
| Sodium Chloride | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| Sodium Hydroxide | Sigma-Aldrich | 567530 | |
| Stimulator | IonOptix | MyoPacer EP | |
| VEVO3100 Preclinical Imaging System | VisualSonic Inc. | N/A |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 141 (9), 139 (2020).
- Wang, J., et al. Cardiomyocyte-specific deletion of β-catenin protects mouse hearts from ventricular arrhythmias after myocardial infarction. Scientific Reports. 11 (1), 17722 (2021).
- Wang, T., et al. Effect of exercise training on the FNDC5/BDNF pathway in spontaneously hypertensive rats. Physiological Reports. 7 (24), 14323 (2019).
- Lin, H. B., et al. Innate immune Nod1/RIP2 signaling is essential for cardiac hypertrophy but requires mitochondrial antiviral signaling protein for signal transductions and energy balance. Circulation. 142 (23), 2240-2258 (2020).
- Karunakaran, D., et al. RIPK1 expression associates with inflammation in early atherosclerosis in humans and can be therapeutically silenced to reduce NF-κB activation and atherogenesis in mice. Circulation. 143 (2), 163-177 (2021).
- Gharibeh, L., et al. GATA6 is a regulator of sinus node development and heart rhythm. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (1), 2007322118 (2021).
- Lu, A., et al. Direct and indirect suppression of Scn5a gene expression mediates cardiac Na+ channel inhibition by Wnt signalling. Canadian Journal of Cardiology. 36 (4), 564-576 (2020).
- Liang, W., et al. Role of phosphoinositide 3-kinase {alpha}, protein kinase C, and L-type Ca2+ channels in mediating the complex actions of angiotensin II on mouse cardiac contractility. Hypertension. 56 (3), 422-429 (2010).
- Kapoor, N., Liang, W., Marban, E., Cho, H. C. Direct conversion of quiescent cardiomyocytes to pacemaker cells by expression of Tbx18. Nature Biotechnology. 31 (1), 54-62 (2013).
- Kim, N. K., Wolfson, D., Fernandez, N., Shin, M., Cho, H. C. A rat model of complete atrioventricular block recapitulates clinical indices of bradycardia and provides a platform to test disease-modifying therapies. Scientific Reports. 9 (1), 6930 (2019).
- Cingolani, E., et al. Gene therapy to inhibit the calcium channel beta subunit: Physiological consequences and pathophysiological effects in models of cardiac hypertrophy. Circulation Research. 101 (2), 166-175 (2007).
- Ionta, V., et al. SHOX2 overexpression favors differentiation of embryonic stem cells into cardiac pacemaker cells, improving biological pacing ability. Stem Cell Reports. 4 (1), 129-142 (2015).
- Guss, S. B., Kastor, J. A., Josephson, M. E., Schare, D. L. Human ventricular refractoriness. Effects of cycle length, pacing site and atropine. Circulation. 53 (3), 450-455 (1976).
- Segel, L. D., Ensunsa, J. L. Albumin improves stability and longevity of perfluorochemical-perfused hearts. The American Journal of Physiology. 254, 1105-1112 (1988).
- Hong, P., et al. NLRP3 inflammasome as a potential treatment in ischemic stroke concomitant with diabetes. Journal of Neuroinflammation. 16 (1), 121 (2019).
- Lin, H. B., et al. Macrophage-NLRP3 inflammasome activation exacerbates cardiac dysfunction after ischemic stroke in a mouse model of diabetes. Neuroscience Bulletin. 36 (9), 1035-1045 (2020).
- Lin, H. B., et al. Cerebral-cardiac syndrome and diabetes: Cardiac damage after ischemic stroke in diabetic state. Frontiers in Immunology. 12, 737170 (2021).
- Brack, K. E., Narang, R., Winter, J., Ng, G. A. The mechanical uncoupler blebbistatin is associated with significant electrophysiological effects in the isolated rabbit heart. Experimental Physiology. 98 (5), 1009-1027 (2013).
- Allison, S., et al. Electroconductive nanoengineered biomimetic hybrid fibers for cardiac tissue engineering. Journal of Materials Chemistry. B. 5 (13), 2402-2406 (2017).
- Hamel, V., et al. De novo human cardiac myocytes for medical research: Promises and challenges. Stem Cells International. 2017, 4528941 (2017).
- Liang, W., Lu, A., Davis, D. R. Induced pluripotent stem cell-based treatment of acquired heart block: The battle for tomorrow has begun. Circulation. Arrhythmia and Electrophysiology. 10 (5), 005331 (2017).
- McLaughlin, S., et al. Injectable human recombinant collagen matrices limit adverse remodeling and improve cardiac function after myocardial infarction. Nature Communications. 10 (1), 4866 (2019).
- Villanueva, M., et al. Glyoxalase 1 prevents chronic hyperglycemia induced heart-explant derived cell dysfunction. Theranostics. 9 (19), 5720-5730 (2019).
- Kanda, P., et al. Deterministic paracrine repair of injured myocardium using microfluidic-based cocooning of heart explant-derived cells. Biomaterials. 247, 120010 (2020).
