Une méthode peu coûteuse de mesure de la productivité primaire in situ des communautés de périphytons des eaux lentiques
Summary
On présente ici une méthode/installation rentable et transportable pour mesurer la productivité primaire des tapis microbiens dans des conditions réelles de température et de lumière ambiantes in situ . L’installation expérimentale est basée sur des matériaux largement disponibles et peut être utilisée dans diverses conditions tout en offrant les avantages des modèles en laboratoire.
Abstract
La mesure de la productivité primaire in situ du périphyton pendant le gradient de la saison de croissance peut élucider l’effet quantitatif des facteurs environnementaux (principalement la concentration de phosphore et l’intensité lumineuse) et de la composition des espèces sur la productivité primaire. La productivité primaire est principalement déterminée par l’intensité lumineuse, la température, la disponibilité des nutriments et la distribution des espèces ioniques du système carbonaté dans les profondeurs respectives de la zone euphotique. C’est un système complexe qui est très difficile à simuler en laboratoire. Cette barge flottante bon marché, transportable et facile à construire permet de mesurer la productivité primaire avec précision, directement dans les conditions naturelles réelles. La méthodologie est basée sur la mesure de la productivité primaire en temps réel à l’aide de capteurs d’oxygène non invasifs intégrés dans des bocaux en verre hermétiquement fermés, permettant une surveillance en ligne du flux d’oxygène et fournissant de nouvelles informations sur les activités métaboliques. Des mesures saisonnières détaillées in situ de la productivité primaire brute de tapis microbiens (ou d’autres organismes benthiques) peuvent améliorer les connaissances actuelles sur les processus contrôlant la dynamique de la productivité primaire dans les eaux lentiques.
Introduction
La productivité primaire est la seule entrée du carbone autochtone dans les systèmes aquatiques qui forment l’ensemble du réseau trophiquedu système 1. Par conséquent, l’estimation précise de la productivité primaire est une étape essentielle pour comprendre le fonctionnement des écosystèmes aquatiques. Les zones littorales sont des zones de productivité primaire et de biodiversité élevées. En plus du phytoplancton, le périphyton (ci-après appelé tapis microbien) et les macroalgues sont supposés contribuer de manière significative à la productivité primaire dans les zones littorales2. En raison de leur mode de vie sessile et de leur grande hétérogénéité spatiale, la quantification de la productivité primaire n’est pas anodine.
La productivité primaire est principalement déterminée par l’intensité lumineuse, la température, la disponibilité des nutriments et la distribution des espèces ioniques du système carbonaté dans les profondeurs respectives des zones euphotiques 3,4. La profondeur influence nettement la distribution spatiale des tapis microbiens. Les communautés microbiennes doivent faire face aux effets néfastes d’une irradiation élevée et de variations saisonnières prononcées de température à faible profondeur et à une intensité lumineuse plus faible à des profondeurs plus élevées. En plus du gradient de profondeur, les interactions trophiques dynamiques génèrent des motifs spatiaux multiples et complexes à différentes échelles5. Ce système complexe est compliqué à simuler en laboratoire. La façon la plus précise de déduire l’activité métabolique des producteurs primaires individuels à partir des zones littorales est de mettre en place des expériences in situ.
La méthodologie présentée dans le présent document est basée sur la méthode traditionnellede la chambre 2,6,7, ainsi que sur une barge flottante transportable et facile à construire à faible coût. Cela permet de mesurer la productivité primaire à différentes profondeurs sous le spectre de la lumière naturelle, la température et la distribution différente des espèces ioniques du système carbonaté avec la profondeur. La méthode est basée sur le principe de l’oxygène en bouteille clair par rapport à l’oxygène foncé, qui a d’abord été utilisé pour mesurer la photosynthèse du phytoplancton 6 et est encore couramment utilisé 6,7. Il compare le taux de variation de l’oxygène dans les bouteilles conservées à la lumière (ce qui inclut les effets de la productivité primaire et de la respiration) avec ceux maintenus dans l’obscurité (respiration seulement)8. La méthode utilise l’évolution de l’oxygène (photosynthèse) comme indicateur de la productivité primaire. Les variables mesurées sont la productivité nette de l’écosystème (NEP, comme un changement de la concentration d’O2 au fil du temps dans des conditions de lumière) et la respiration de l’écosystème (RE, comme un changement de la concentration d’O2 au fil du temps dans l’obscurité). La productivité brute des écosystèmes (BPE) est le calcul de la différence entre les deux (tableau 1). Le terme « écosystème » est utilisé ici pour indiquer que le périphyton est composé d’organismes autotrophes et hétérotrophes. L’amélioration la plus significative de cette méthode traditionnelle en chambre est l’utilisation de capteurs optiques d’oxygène non invasifs et l’optimisation de cette méthode principalement planctonique pour mesurer la productivité primaire périphyte.
La technique est décrite dans l’exemple de la mesure de tapis microbiens dans la zone littorale des lacs post-miniers nouvellement apparus en République tchèque-Milada, Most et Medar. L’activité métabolique des tapis microbiens est déterminée à l’aide de mesures in situ directes des flux d’O2 effectuées directement à des profondeurs spécifiques, où les communautés étudiées se trouvent naturellement. L’activité hétérotrophe et phototrophe est mesurée dans des bouteilles en verre fermées équipées de capteurs optiques d’oxygène non invasifs. Ces capteurs détectent la pression partielle de l’oxygène en utilisant la fluorescence de colorants photosensibles. Les flacons avec tapis microbiens sont suspendus et incubés sur un dispositif flottant aux profondeurs appropriées. La concentration d’oxygène à l’intérieur des bouteilles a été mesurée en continu pendant la période de clarté à partir du petit bateau.
Des échantillons de tapis microbiens intacts sont prélevés et placés dans des bouteilles d’incubation étanches aux gaz à des profondeurs désignées par les plongeurs. Chaque bouteille est équipée d’un microcapteur optique d’oxygène non invasif, qui surveille la productivité/consommation de l’O2 dans le temps. Toutes les mesures sont effectuées en cinq paires sombre/lumière répliquées dans chaque profondeur. La température et l’intensité du rayonnement photosynthétiquement actif (PHAR) sont mesurées à des profondeurs respectives tout au long de l’incubation. Après 6 h d’incubation in situ (heures de clarté), les tapis microbiens sont récoltés dans les bouteilles et séchés. Les flux O2 sont normalisés à la biomasse microbienne. À titre de témoin, les flux sont corrigés en fonction des changements dans la concentration d’O2 dans des bouteilles étanches aux gaz clairs et foncés distinctes (témoins vierges) contenant de l’eau de lac sans biomasse microbienne. Vous trouverez ci-dessous des instructions détaillées pour la construction de la barge flottante et la réalisation de l’ensemble de l’expérience étape par étape. Cet article présente également des résultats représentatifs des mesures de tapis microbiens à deux profondeurs (1 m et 2 m), avec cinq répétitions à chaque profondeur. La température réelle et l’intensité lumineuse ont été mesurées pendant toute l’expérience à l’aide d’enregistreurs de données.
Protocol
Representative Results
Discussion
La méthodologie décrite dans cet article est basée sur le principe de la technique de l’oxygène en bouteille claire et foncée en combinaison avec la technique non invasive de mesure de la concentration d’O2 à l’aide de capteurs optiques d’oxygène. Ce système permet la mesure parallèle de différents paramètres d’incubation car la fibre optique pour mesurer O2 peut être déplacée rapidement d’une bouteille à l’autre. Les communautés benthiques de différentes profondeurs p…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Cette étude a été soutenue par la Fondation tchèque des sciences (GACR 19-05791S), RVO 67985939, et par la CAS dans le cadre du programme de la Stratégie AV 21, Sauvegarde et récupération des terres. Un grand merci à Ondřej Sihelský pour avoir pris les photos sur le terrain – sans lui, le tournage aurait été un enfer complet. Le projet ne serait pas possible sans une coopération étroite avec les entreprises, Palivový Kombinát Ústí s.p. et Sokolovská Uhelná, qui ont fourni l’accès aux localités étudiées.
Materials
| Aluminum angle L profile 40 x 40 mm x 3 mm, length 2,000 mm | |||
| Aluminum flat bar 40 x 3 x 350 mm | |||
| Bucket 15 L with concrete infill | |||
| Carabine hook with screw lock 50 x 5 mm | |||
| electric tape black | |||
| Extruded polystyrene (XPS) material 500 x 200 x 150 mm | |||
| Fibox 3 LCD trace | PreSens Precision Sensing GmbH | stand-alone fiber optic oxygen meter | |
| Hondex PS-7 Portable Depth Sounder | Hondex – Honda Electronics | to measures distances through water – to bottom depth measurement; https://www.honda-el.net/industry/ps-7e | |
| KORKEN – glass tight-seal jar 0.5 L | IKEA | incubation bottles; https://www.ikea.com/cz/en/p/korken-jar-with-lid-clear-glass-70213545/ | |
| metal hook | |||
| Oxygen Sensor Spot SP-PSt3-NAU-D5 | PreSens Precision Sensing GmbH | non-invasive optical oxygen sensor for measurements under Real Conditions | |
| SCOUT infantable canoe | GUMOTEX | https://www.gumotexboats.com/en/scout-standard#0000-044667-021-13/11C | |
| Screw 10 x 170 mm with hexagonal nuts | |||
| Screw 4 x 15 mm with hexagonal nuts | |||
| Screw 4 x 15 mm with wing nuts | |||
| Snap hooks 50 x 5 mm | |||
| Steel Carabine hook 50 x 5 mm | |||
| Steel chain with wire diameter 3 mm, inside link 5.5 x 26 mm | |||
| Steel chain, 5 m | |||
| toothbrush | |||
| tweezer | |||
| Washer 10 x 50 mm | |||
| Washer 4 x 10 mm | |||
| Washer 4 x 10 mm |
Referências
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