Summary
В настоящем протоколе описаны три метода введения кардиоактивных терапевтических средств на модели свиньи. Самки ландрасовых свиней получали лечение с помощью: (1) торакотомии и трансэпикардиальной инъекции, (2) катетерной трансэндокардиальной инъекции или (3) внутривенной инфузии с помощью осмотического мини-насоса для яремной вены.
Abstract
Инфаркт миокарда является одной из ведущих причин смерти и инвалидности во всем мире, и существует острая необходимость в новых кардиопротективных или регенеративных стратегиях. Важным компонентом разработки лекарственного препарата является определение того, как будет применяться новое терапевтическое средство. Физиологически релевантные модели крупных животных имеют решающее значение для оценки осуществимости и эффективности различных стратегий терапевтического введения. Из-за их сходства с человеком в физиологии сердечно-сосудистой системы, анатомии коронарных сосудов и соотношении массы тела к массе сердца, свиньи являются одним из предпочтительных видов в доклинической оценке новых методов лечения инфаркта миокарда. В настоящем протоколе описаны три метода введения кардиоактивных терапевтических средств на модели свиньи. После чрескожно-индуцированного инфаркта миокарда самки ландрасовых свиней получали лечение новыми препаратами путем: (1) торакотомии и трансэпикардиальной инъекции, (2) катетерной трансэндокардной инъекции или (3) внутривенной инфузии через осмотическую мини-помпу яремной вены. Процедуры, используемые для каждого метода, воспроизводимы, что приводит к надежной доставке кардиоактивных препаратов. Эти модели могут быть легко адаптированы к индивидуальному дизайну исследования, и каждый из этих методов доставки может быть использован для изучения различных возможных вмешательств. Таким образом, эти методы являются полезным инструментом для трансляционных ученых, изучающих новые биологические подходы к восстановлению сердца после инфаркта миокарда.
Introduction
Ишемическая болезнь сердца (ИБС) и связанный с ней инфаркт миокарда с подъемом сегмента ST (ИМпST) являются основными причинами смерти во всем мире. За последние два десятилетия был достигнут значительный прогресс в снижении госпитальной смертности пациентов с ИМпST благодаря появлению чрескожных коронарных вмешательств, фибринолитической терапии и стандартизации алгоритмов лечения для обеспечения своевременной реперфузии 1,2,3. Несмотря на это, заболеваемость, связанная с ИМпST, остается значительным бременем, что создает большую потребность в разработке новых кардиопротекторных и регенеративных методов лечения 2,3. Существенным компонентом терапевтических разработок является определение того, как должна применяться новая терапия4. Безопасность, эффективность и осуществимость каждого метода должны быть сопоставлены с характеристиками самой терапии.
Физиологически релевантные модели крупных животных имеют решающее значение для оценки этих характеристикразличных стратегий терапевтического предоставления 5. Из-за их сходства с человеком в физиологии сердечно-сосудистой системы, анатомии коронарных сосудов и соотношении массы тела к массе сердца, свиньи являются одним из предпочтительных видов в доклинической оценке новых методов лечения инфаркта миокарда. Ранее мы использовали модель ИМпST у свиней для демонстрации репаративной способности терапии рекомбинантным белком7 и продолжаем исследовать новые фармакологические, клеточные и генетические методы лечения с использованием этой модели. Описаны три методики терапевтического введения, применяемые на моделях свиней после создания инфаркта: торакотомия и трансэпикардиальная инъекция, чрескожная трансэндокардиальная инъекция и имплантация яремно-осмотического мини-насоса. Первые два метода обеспечивают локальную доставку тканей, снижая требуемые дозы, побочные эффекты и метаболизм печенипри первом прохождении 8,9,10. Осмотическая мини-помпа обеспечивает непрерывную подачу лекарственного препарата с коротким периодом полувыведения, исключая зависимость от инфузионной помпы и запатентованной внутривенной канюли, которые сложно внедрить на моделях крупных животных.
Описывая эти методы, мы надеемся, что эта статья может помочь ученым-трансляционистам в исследовании новых кардиопротекторных или регенеративных агентов после инфаркта миокарда на крупных животных моделях.
Protocol
Все эксперименты проводились в соответствии с «Австралийским кодексом по уходу за животными и их использованию в научных целях» и были одобрены Комитетом по этике животных местного медицинского округа Западного Сиднея. Для настоящего исследования использовали допубертатных свинок крупной белой породы ландрас массой 18-20 кг.
1. Животноводство
- Размещайте животных в соответствии с правилами местного комитета по этике животных.
ПРИМЕЧАНИЕ: Животные, включенные в этот протокол, содержатся индивидуально, чтобы избежать драк и травм и гарантировать, что не будет конкуренции за еду. Тем не менее, все животные могли видеть, слышать и чувствовать запах сородичей. Их загоны имеют бетонный пол для удобства уборки и имеют как крытую, так и внешнюю защищенную часть. Свиньи обеспечиваются соломенной подстилкой в закрытой части и «игрушками» для обогащения в открытой части.
2. Седация и общий наркоз
- Успокоение
- Убедитесь, что животное голодало не менее 12 часов перед началом тяжелой седации или общей анестезии.
- Если у животного еще нет сосудистого доступа в виде центрального катетера, используйте внутримышечный седативный протокол.
- Внутримышечная седация состоит из 8 мг/кг кетамина, 0,3 мг/кг мидазолама, 0,2 мг/кг метадона и 10 мкг/кг медетомидина (см. таблицу материалов). Вводят эту смесь в эпитаксиальную мускулатуру животного с помощью иглы 21 G. В среднем, животным требуется 5-10 минут, чтобы получить сильный седативный препарат.
ПРИМЕЧАНИЕ: Свинья, находящаяся в состоянии стресса, более устойчива к седативным препаратам; Убедитесь, что спокойный и уверенный дрессировщик дает животному седативные препараты и не подвергает животное чрезмерному стрессу. Если животное испытывает стресс, лучше всего оставить его в покое на 5-10 минут и повторить попытку. - Выполните внутривенную седацию, если установлен центральный катетер и открыт. Внутривенная седация состоит из 2 мг/кг кетамина, 0,2 мг/кг мидазолама, 0,2 мг/кг метадона и 2 мкг/кг медетомидина.
- Сначала промойте внутривенную капельницу 0,9% хлоридом натрия, чтобы обеспечить проходимость. Затем медленно протолкните половину смешанного шприца через линию и промойте 0,9% хлоридом натрия.
- Понаблюдайте за животным, которое должно быть сильно усыплено в течение 20-30 секунд. Если животное еще не находится под действием седативных препаратов, промойте оставшуюся половину шприца, как описано в шаге 2.1.5.
- Сосудистый доступ
- После введения седативных препаратов транспортируйте свинью в операционную.
- Предварительно насыщайте свинью кислородом с помощью лицевой маски и расхода кислорода 5 л/мин. Подключите пульсоксиметр к хвосту, ушам или языку свиньи, чтобы контролировать животное на протяжении всего времени.
- С помощью канюли 22 или 24 G получите доступ к левой и правой краевым венам уха и закрепите их скотчем.
- Общий наркоз
- Расположите свинью в положении лежа на грудине.
- Вводят 1-3 мг/кг пропофола (см. таблицу материалов) внутривенно в виде медленного толчка, титруемого для достижения эффекта. Попросите помощника держать рот животного открытым (челюсть на этом этапе должна быть расслабленной) и вытянуть шею.
- С помощью ларингоскопа (см. Таблицу материалов) надавите на основание языка и надгортанник, чтобы обнажить черпаловидные хрящи гортани.
- Пропустите смазанную эндотрахеальную трубку (размер 5,5 или 6,0; см. таблицу материалов) стилетом через черпаловидные хрящи в трахею. Иногда сопротивление может ощущаться при прохождении через гортань; Этому можно противодействовать с помощью мягкого вращения эндотрахеальной трубки. Если животное сопротивляется интубации, введите больше пропофола внутривенно.
- Извлеките стилет из эндотрахеальной трубки. Надувайте манжету эндотрахеальной трубки до тех пор, пока не убедитесь, что вокруг трубки нет утечек воздуха. Как правило, требуется 4-6 мл воздуха, хотя объем может варьироваться в зависимости от размера пробирки и животного.
- Закрепите эндотрахеальную трубку за ушами животного.
- Подключите животное к контуру редыхательной анестезии с функцией ИВЛ с регулировкой громкости. Когда животное подключено к сети, выключите аппарат искусственной вентиляции легких.
ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что регулируемый клапан ограничения давления (APL) или «выдвижной клапан» всегда открыт. Если не оставить клапан открытым, это может привести к смертельной баротравме животного. - Уменьшите расход кислорода в анестезиологическом контуре до 2 л/мин.
- Установите аппарат ИВЛ с положительным давлением в режим регулировки громкости. Установите дыхательный объем 10 мл/кг и частоту дыхания 20 вдохов/мин. Убедитесь, что соотношение вдоха и выдоха установлено на уровне 1:2.
- На протяжении всей процедуры регулируйте частоту дыхания, чтобы убедиться, что углекислый газ в конце выдоха находится в пределах 35-50 мм рт.
ПРИМЕЧАНИЕ: Давление на вдохе не должно превышать 20 см H2O. Повышение давления на вдохе требует тщательного обследования на предмет перегибов или закупорок трубок. Чтобы смягчить повышенное давление, не связанное с трубками, соотношение вдоха/выдоха может быть уменьшено до 1:1,5, а дыхательный объем уменьшен. - Если животное гемодинамически стабильно, поддерживайте его ингаляционной анестезией. Если животное не является гемодинамически стабильным, поддерживайте его с помощью тотального внутривенного наркоза, как описано в шаге 2.3.14.
- Если животному будет введена ингаляционная анестезия, начните с 2,5% изофлурана с момента первого подключения анестезиологического контура.
- В течение следующих 30 мин постепенно отучайте животное от груди до 1,5% ингаляционного изофлурана. Поддерживайте животное на 1,5% изофлуране до конца процедуры.
- Каждые 10 минут оценивайте глубину анестезии, проверяя пальпебральные рефлексы и тонус челюсти. При необходимости отрегулируйте дозу изофлурана для поддержания глубины анестезии.
- Если животное гемодинамически нестабильно, поддерживайте его с помощью полной внутривенной анестезии, позволяющей лучше контролировать глубину анестезии без сердечно-сосудистых осложнений, связанных с ингаляционными анестетиками.
- Подготовьте либо шприцевые насосы, либо стандартные насосы для жидкости с пропофолом, фентанилом и мидазоламом. Соедините их с животным общей линией.
ПРИМЕЧАНИЕ: Пропофол можно вводить в дозе 0,1-0,6 мг/кг/мин, фентанил - 1-5 мкг/кг/ч, а мидазолам - 0,05-0,2 мг/кг/ч. - Как и в случае с ингаляционной анестезией, титруйте эти препараты для воздействия на протяжении всей анестезии, чтобы поддерживать соответствующую глубину анестезии.
- Подготовьте либо шприцевые насосы, либо стандартные насосы для жидкости с пропофолом, фентанилом и мидазоламом. Соедините их с животным общей линией.
- Обеспечьте внутривенную инфузионную поддержку 0,9% раствором натрия хлорида или раствором Хартмана (см. таблицу материалов) со скоростью 5 мл/кг/ч.
- Наблюдайте за животным с помощью измерений артериального давления, капнографии, мониторинга анестезиологических газов, температуры, пульсоксиметрии и электрокардиографии.
- Во время любой процедуры обеспечьте дополнительную анальгезию в виде 0,2 мг/кг метадона внутривенно каждые 4 ч после премедикации.
ПРИМЕЧАНИЕ: Анальгезию можно проводить через более короткие промежутки времени, если животное демонстрирует признаки боли во время анестезии (тахикардия, облегчение глубины анестезии без изменения поддерживающих препаратов).
3. Размещение центральной линии
- Расположите свинью в спинном положении лежа так, чтобы задние конечности были вытянуты, левая передняя конечность вытянута, а правая передняя конечность согнута и закреплена галстуком.
- Асептически подготовьте шею свиньи, и накройте драпировкой.
- Используйте линейный ультразвуковой датчик (см. Таблицу материалов) со стерильным покрытием для определения местоположения правой яремной вены. Лучше всего это достигается с помощью зонда, ориентированного перпендикулярно трахее и медленно перемещающего его латерально от гортани.
- Включите режим цветного допплера, чтобы определить яремную вену. Яремную вену можно отличить от сонной артерии по схлопываемости и непрерывному непульсирующему потоку.
- Используйте иглу Кука 18 G (см. Таблицу материалов) для доступа к вене под контролем УЗИ. Как только доступ будет получен, пропустите проволоку J-образной кончики диаметром 0,035 дюйма (см. Таблицу материалов) через иглу и проденьте ее в сосуд. Выньте иглу через проволоку.
- Проденьте предварительно промытую центральную линию через проволоку и протолкните ее в вену. Следите за тем, чтобы провод всегда был виден на дистальном конце линии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Двухпросветный центральный венозный катетер 5 Fr (см. Таблицу материалов) использовался для пациентов, нуждающихся во внутривенном доступе в течение 1-4 недель. - Если есть трудности с продвижением лески через кожу, используйте скальпель No 11, чтобы сделать небольшой разрез 2-4 мм, чтобы облегчить прохождение линии по проволоке. Приложите отрицательное давление с последующей промывкой к каждой внешней магистрали, чтобы обеспечить проходимость. Зажмите каждую линию.
- Прикрепите прилагаемые анкеры к внешним линиям и закрепите их на месте нерассасывающимися нитями 2-0 или 3-0 (см. Таблицу материалов). Наложите дополнительные швы, чтобы закрепить внешние линии дорсально, чтобы животное не грызло их.
- Прикрепите промытые удлинители к наружным катетерным катетерам и зажмите.
- Наденьте на животное куртку для свиньи (см. Таблицу материалов) и закрепите линии внутри. Если во время той же анестезии еще предстоит выполнить другие процедуры, наденьте куртку непосредственно перед восстановлением животного.
4. Инфаркт миокарда
ПРИМЕЧАНИЕ: Животные, использованные в этой модели, получили инфаркт миокарда после ранее опубликованного метода7.
- Проводят инфаркт миокарда за 2 недели до трансэпикардиальных и трансэндокардиальных инъекционных процедур 8,9,10. Имплантация осмотической минипомпы проводилась сразу после коронарной реперфузии в рамках той же процедуры.
5. Введение лекарства или клеток
- Торакотомия и инъекция клеток эпикарда
- Внутривенно вводят профилактические антибиотики в виде 22 мг/кг цефазолина (см. таблицу материалов). Продолжайте каждые 90 минут на протяжении всей процедуры.
- Расположите животное в правом боковом положении лежа.
- Нанесите фентаниловый пластырь со дозировкой 100 мкг/ч (см. Таблицу материалов) на плоскую плоскость позади ушей свиньи. Наложить лейкопластырную повязку или шов 2-0.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот пластырь считается «активным» через 12 часов после установки и обеспечивает обезболивание в течение 72 часов. - Настройте кабели и патчи системы электроанатомического картирования в соответствии со спецификациями продукта (см. Таблицу материалов).
- Отметьте на животном 10-сантиметровую горизонтальную линию между ребрами 4 и 5 карандашом или хирургическим маркером.
- Приготовьте смесь лидокаина (2 мг/кг) и бупивакаина (1 мг/кг) в одном шприце с иглой 25 г.
- Асептически подготовьте место операции и накиньте животное. Выполните блокаду кожной линии в отмеченном месте разреза, введя иглу в кожу под небольшим углом, слегка отведя поршень, чтобы предотвратить обратный поток крови в шприц, и медленно вводя раствор по мере извлечения иглы из кожи. Повторите этот процесс, двигаясь вниз по линии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимо прикладывать отрицательное давление к шприцу в каждом новом месте инъекции, чтобы гарантировать, что бупивакаин не вводится внутрисосудисто. Внутрисосудистое введение бупивакаина может привести к быстрому летальному исходу. - Скальпелем No 22 сделайте разрез кожи диаметром 10 см по отмеченной линии.
- Используя монополярное прижигание (см. Таблицу материалов), углубляйте разрез через нижележащие мышечные слои до тех пор, пока не будут достигнуты межреберные мышцы.
- Подготовьте стерильный шприц с 0,5 мг/кг бупивакаина и 1 мг/кг лигнокаина и приложите иглу 25 г.
- Введите иглу под небольшим углом на каудальный край четвертого ребра. Приложите отрицательное давление к поршню, чтобы убедиться, что игла не прошла через межреберную вену или артерию. Медленно вводите четверть объема шприца, удерживая иглу неподвижной.
- Повторите шаг 5.1.12 еще в трех местах, на расстоянии 3-5 см друг от друга по каудальному краю четвертого ребра.
- Ножницами Метценбаума (см. Таблицу материалов) осторожно разрежьте межреберные мышцы, затем разрежьте плевру после подтверждения анестезиологом.
- Когда плевра будет разрезана, выключите аппарат искусственной вентиляции легких, чтобы позволить легким отпасть от плевры. После того, как разрез будет сделан, снова включите аппарат искусственной вентиляции легких и отрегулируйте положительное давление в конце выдоха до 4 смH2O.
- Поместите самоудерживающиеся ребра между ребрами и медленно открывайте, чтобы обнажить сердце. С помощью тканевых щипцов осторожно захватите перикард и сделайте надрез ножницами Метценбаума, чтобы сердце можно было экстериоризировать.
ПРИМЕЧАНИЕ: Во время этого и нескольких последующих этапов часто возникают аритмии. ЭКГ необходимо тщательно контролировать, и любые сердечные манипуляции должны быть временно прекращены, если животное становится гемодинамически нестабильным (среднее артериальное давление ниже 55 мм рт. ст.). Внутривенные болюсы метараминола (0,25 мг) вводятся по мере необходимости для улучшения артериального давления. - Наложите временные швы 2-0 на оба конца и по бокам разреза перикарда, чтобы зафиксировать его к грудной стенке и создать перикардиальный колодец. Убедитесь, что боковые стороны перикарда поддерживаются, чтобы сделать перикард как можно более мелким.
- Используйте смоченные тампоны или лапаротомические губки, чтобы уложить область, окружающую сердце. Это поможет сохранить стабильность сердца и предотвратить высыхание открытых тканей.
- Выведите верхушку сердца из полости перикарда указательным пальцем за левый желудочек. Позаботьтесь о том, чтобы свести к минимуму компрессию левого желудочка.
ПРИМЕЧАНИЕ: Здоровое сердце может биться комфортно, когда верхушка направлена вертикально, сидя на его основании с мягкой поддержкой, но без сжатия. Существует начальное снижение артериального давления, связанное с манипуляцией, но оно должно восстановиться до приемлемого уровня при отсутствии внешней компрессии желудочков.- Если через 15 с восстановление отсутствует или наступает очень медленно, немедленно возвращают сердце в полость перикарда и принимают необходимые меры для улучшения гемодинамических показателей перед дальнейшим вывихом.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если желудочек может быть вывихнут, положение верхушки вне перикарда можно сохранить, поместив марлевые пакеты соответствующего размера внутрь перикарда для поддержки желудочка. Кроме того, удлиненный, увлажненный тампон может быть помещен под основание сердца, где он действует как «перевязь», которая направляет верхушку сердца вверх к разрезу (рис. 1A).
- Если через 15 с восстановление отсутствует или наступает очень медленно, немедленно возвращают сердце в полость перикарда и принимают необходимые меры для улучшения гемодинамических показателей перед дальнейшим вывихом.
- Создайте электроанатомическую карту напряжения эпикардиальной поверхности левого желудочка с помощью электрофизиологического картирующего катетера (рис. 1B). Идентификация шрамов, границ и удаленных зон с помощью стандартных отключений напряжения.
ПРИМЕЧАНИЕ: Рубец и удаленная зона определялись биполярными отсечками <0,5 мВ или >1,5 мВ, а униполярными отсечками <3 мВ или >8,3 мВ, соответственно11,12. - Согните иглу терапевтического шприца 27 G примерно под углом 80-90°.
- Введите иглу в целевую ткань под небольшим углом и надавите на поршень шприца, чтобы выпустить от 1/4 до 1/3 от общего объема. Необходимо наблюдать побледнение ткани (рис. 1С). Используйте электрофизиологический картирующий катетер для аннотирования местоположения места инъекции на сгенерированной карте эпикардиального напряжения (рис. 1D).
ПРИМЕЧАНИЕ: В видеопротоколе в демонстрационных целях использовались инъекции транспортных средств, состоящих из среды для культивирования клеток (RPMI 1640). - Частично извлеките иглу и перенаправьте ее в пределах миокарда. Выделите еще от 1/4 до 1/3 объема шприца. Продолжайте до тех пор, пока шприц не опустеет.
- Повторяйте шаги 5.1.20-5.1.24 до тех пор, пока не будет введена желаемая доза.
- Снимите тампоны с сердца и осторожно снимите «стропу» под сердцем, чтобы оно вернулось в нейтральное положение. На этом этапе часто возникают аритмии, и необходимо соблюдать осторожность, как описано в шаге 5.1.17.
- Снимите швы 2-0 с перикарда. Ослабьте втягивающее устройство и снимите его с грудной клетки.
- Используйте полидиоксаноновые шовные нити (PDS) размера 1 с круглой иглой с тупым концом, чтобы закрыть грудную клетку, пропустив ее через промежутки между ребрами 3 и 4 и ребрами 5 и 6.
ПРИМЕЧАНИЕ: Узкие швы в форме восьмерки обеспечивают эффект шкива для приближения ребер. Необходимо наложить два или три таких шва, в зависимости от размера животного. - Перед затягиванием и завязыванием швов, сближающих ребра, вставьте короткий отрезок силиконовой трубки в вентральный край разреза.
- Поместите свободный конец трубки в миску со стерильным физиологическим раствором для подводного герметичного дренажа плевральной полости.
- Закройте вышележащие мышечные слои простым непрерывным узором с помощью рассасывающихся швов 2-0. Закройте кожу простым непрерывным или сцепленным узором13 с помощью нерассасывающегося шва 2-0 или 3-0.
- Когда закрытие раны будет завершено, вытесните свободный воздух из грудной клетки с помощью вентиляции с положительным давлением.
- Включите аппарат искусственной вентиляции легких в режим «свободное дыхание». Используйте резервуарный мешок в контуре повторного дыхания, чтобы обеспечить постоянное положительное давление в дыхательных путях (поддерживайте на уровне 20-30 см/ч2O).
- Продолжайте это давление до тех пор, пока в солевой чаше не перестанет наблюдаться бурление, указывающее на отсутствие свободного воздуха в грудной клетке.
- Снимите силиконовую трубку.
- Наложите лейкопластырную повязку на место операции и наложите разбросанные простые прерывистые швы, чтобы помочь удерживать повязку на месте.
- При выздоровлении вводят 0,3 мг/кг метадона подкожно и 0,2-0,5 мг/кг ондансетрона (см. таблицу материалов) внутривенно.
- Имплантация осмотического мини-насоса яремной вены
- Расположите животное, как описано в шаге 3.1. Асептически подготовьте и задрапируйте правую сторону шеи животного.
- Лезвием скальпеля No 22 сделайте надрез длиной 8-10 см, проходящий краниально от точки, расположенной на 2-3 см латеральнее manubrium sterni. Этот разрез должен стать немного более боковым по мере того, как он будет перемещаться краниально.
- Используйте ножницы Метценбаума для рассечения кожных мышц колли, грудино-идоидной и грудиноцефалической мышц. Используйте технику тупого рассечения, чтобы углубить разрез до тех пор, пока не станет видна наружная яремная вена.
- Поместите самоудерживающиеся втягивающие устройства в разрез и откройте их для улучшения видимости.
- С помощью коричневых тканевых щипцов Адсона (см. таблицу материалов) и ножниц Метценбаума удалите мягкие ткани, окружающие яремную вену, как сверху, так и снизу (рис. 2А). Это очень важный шаг, так как на более поздних стадиях мягкие ткани, лежащие над сосудом, могут препятствовать прохождению трубки мининасоса.
- Используйте рассасывающийся шов 5-0 через каудальный открытый конец вены, примерно в 1 см черепа от самого каудального видимого края сосуда. Шов накладывают на 5-миллиметровые «укусы» следующим образом: краниально-каудальный с правой стороны, справа налево и каудально-краниальный с левой стороны. Получившийся узор должен выглядеть как «три стороны квадрата». Убедитесь, что хвосты швов с обоих концов равны по длине.
- Соберите мини-насос, как описано в руководстве по эксплуатации продукта (см. Таблицу материалов).
- Завяжите петли эластичными сосудистыми завязками вокруг сосуда как на краниальном, так и на каудальном концах. Изначально держите их свободными. Попросите помощника натянуть сосудистые узлы, чтобы закупорить сосуд.
- С помощью иглы 14 G сделайте прокол в вене в центре «трехстороннего квадрата», созданного шовным материалом (шаг 5.2.7; Рисунок 2Б).
- Проденьте трубку мини-насоса в прокол. Она должна легко проходить в сосуд. Если вы встретите сопротивление, не продолжайте давить; Вместо этого вытащите трубку и повторите попытку.
- Продвигайте трубку до тех пор, пока не останется 1-2 см снаружи сосуда. Затяните шовный материал вокруг трубки катетера и завяжите его простым прерывистым узлом. Попросите помощника освободить и удалить сосудистые узлы.
- Несколько раз оберните корпус мини-помпы нерассасывающимся шовным материалом 2-0 и завяжите так, чтобы шовная нить надежно закрепилась на помпе. Затем закрепите насос на близлежащих мягких тканях простым прерывистым узлом (рис. 2C, D).
- Извлеките втягивающие устройства из разреза. Закройте разрез стандартным трехслойным простым непрерывным закрытием.
- Во время выздоровления вводят 0,2 мг/кг мелоксикама подкожно.
- Чрескожная трансэндокардиальная инъекция
- Расположите животное в спинном положении лежа с вытянутыми передними и задними конечностями и закрепите галстуками.
- Асептически подготавливают хвостовую часть живота и медиальную часть бедер животного. Накройте животное фенестрированной прокладкой для ангиографии бедренной кости (см. таблицу материалов).
- Настройте кабели и патчи системы электроанатомического картирования в соответствии со спецификациями продукта (см. Таблицу материалов).
- Используйте линейный ультразвуковой датчик для определения бедренной артерии. Под контролем УЗИ проколите бедренную артерию иглой Кука и проденьте в сосуд через иглу проводник длиной 0,035 дюйма. Выньте иглу через проволоку.
- Проденьте артериальную оболочку и проводник 8 Fr на артериальный провод и продавите его, пока только ступица не будет открыта для кожи. Следите за тем, чтобы провод всегда был виден, выходя из ступицы оболочки.
ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку это большие ножны, иногда может потребоваться скальпель No 11 для создания небольшого разреза кожи для облегчения прохода. - Снимите оболочку интродьюсера и провода. Вводят внутривенно гепарин (100-200 ЕД/кг).
- Введите трансэндокардиальный инъекционный катетер через оболочку и продвигайтесь к левому желудочку ретроградным аортальным доступом.
- Создайте электроанатомическую карту левого желудочка, осторожно проведя катетером по поверхности эндокарда. Выполняйте осевое вращение и плавные изменения сгибания кончика для достижения хорошего эндокардиального контакта. Идентификация рубцовых, пограничных и удаленных зон с помощью стандартных отключений напряжения.
- Направьте катетер с флюороскопическим и электроанатомическим контролем к предпочтительному месту инъекции. Выполните мягкое осевое вращение с отклонением дистального кончика, чтобы зафиксировать и поддерживать стабильный эндокардиальный контакт.
- Подтвердите положение наконечника катетера с помощью не менее двух рентгеноскопических проекций. Осторожно продвигайте стержневой катетер, затем продлите иглу на контролируемую глубину интрамиокарда (3,5 мм для апикальной инъекции, 5 мм для септальной инъекции).
- Промойте 4-6 мл йодсодержащего контрастного вещества (см. Таблицу материалов) через инъекционный катетер до тех пор, пока они не станут заметны при рентгеноскопии. Наблюдайте за контрастом в течение следующих 10-30 с, чтобы убедиться, что он остается в тканях (рис. 3А).
- Внимательно наблюдайте за ЭКГ во время выдвижения иглы и инъекции, так как приступы желудочковой эктопии являются распространенным явлением.
ПРИМЕЧАНИЕ: Желудочковая эктопия возникает, когда кончик иглы входит в контакт с миокардом. - Если инъекция контрастного вещества прошла успешно, следует ввести интересующее ее вещество. Промойте его контрастным веществом до тех пор, пока не увидите его рентгеноскопически.
ПРИМЕЧАНИЕ: Интересующий агент индивидуален для пользователя, в зависимости от того, какую терапию он тестирует. - Втяните иглу. Извлеките инъекционный катетер из артериальной оболочки.
- Снимите артериальную оболочку и надавливайте на участки до 20 мин до достижения гемостаза.
6. Восстановление под общим наркозом
- Выключите используемые ингаляционные анестетики или внутривенные анестезиологические помпы. Уменьшите частоту дыхания на аппарате искусственной вентиляции легких до 8-10 вдохов/мин.
- Через 2-5 мин перевести аппарат ИВЛ в режим «свободного дыхания» не более чем на 30 с за один раз. Понаблюдайте за животным и капнографом на предмет спонтанного дыхания.
- Если произошло спонтанное дыхание, оставьте аппарат искусственной вентиляции легких выключенным. Если у животного апноэ, снова включите аппарат искусственной вентиляции легких еще на 1-2 минуты и повторите попытку, пока не будет достигнуто спонтанное дыхание.
ПРИМЕЧАНИЕ: Время восстановления варьируется в зависимости от процедурных особенностей и особенностей животного, но может варьироваться от 15 минут до 1 часа. - Как только животное начнет дышать комфортно (частота дыхания 15-30 вдохов/мин, уровень углекислого газа в конце выдоха менее 60, SpO2 выше 95%), отключите кислород, оставив другие средства мониторинга подключенными.
- Удалите временные участки сосудистого доступа и приложите давление, чтобы предотвратить образование гематомы. Если животное остается стабильным и продолжает насыщаться кислородом в течение следующих 5 минут, его можно транспортировать в зону восстановления.
- После трех последовательных самопроизвольных глотаний сдуйте манжету эндотрахеальной трубки и осторожно извлеките трубку.
- Наблюдайте за животным еще не менее 5 минут, чтобы убедиться, что оно продолжает получать кислород должным образом и не сталкивается с дыхательной недостаточностью. Проточный кислород следует использовать по мере необходимости, если животное десатурирует после экстубации.
Representative Results
Торакотомия и инъекция клеток эпикарда
Из 29 животных, перенесших торакотомию и эпикардиальную инъекцию, 26 выжили. Гистологический анализ подтвердил приживление человеческих клеток, доставленных этим методом, у всех выживших животных (рис. 1Е). У одного животного во время инъекции клеток развилась смертельная аритмия, и его не удалось реанимировать. Другой испытывал безпульсовую электрическую активность во время закрытия и длительного приложения положительного давления к дыхательным путям и не мог быть восстановлен. У третьего животного произошла рвота и остановка дыхания при экстубации. Реанимировать это животное не удалось.
У двух животных возникли серьезные осложнения, но их удалось выздороветь. У одного животного развилась фибрилляция желудочков во время интрамиокардиальной инъекции, и его удалось реанимировать с помощью внутренних дефибрилляционных лопаток и массажа сердца. У второго животного была рвота при экстубации и кратковременная остановка дыхания, но его удалось быстро интубировать и хорошо восстановиться. Все эти события имели место во время ранних экспериментов, с уменьшением нежелательных явлений по мере увеличения опыта работы команды с протоколом (Таблица 1).
Имплантация осмотического мини-насоса яремной вены
Не сообщалось о смертельных случаях или серьезных осложнениях, связанных с имплантацией яремно-осмотического мини-насоса. У большинства из семи животных в течение первых 24 часов наблюдался умеренный отек в месте операции, который исчез без вмешательства. ИФА, проведенный на сыворотке крови на 3-е сутки после имплантации насоса, продемонстрировал эффективность помпы, достигнув в крови значительной концентрации тромбоцитарного фактора роста-АТ человека (PDGF-AB) по сравнению с контрольнойгруппой 7 (рис. 2E).
Чрескожная трансэндокардиальная инъекция
Всего эндокардиальные инъекции получили 22 животных. Из этих инъекций 17 были признаны «успешными», что было определено по флуоресценции или окрашиванию чернилами, наблюдаемому в ткани-мишени при посмертном вскрытии (рис. 3B). Смертельных случаев, связанных с этой процедурой, не было. У одного животного развился перикардиальный выпот небольшого объема из-за перфорации правого желудочка. Это было самоограничивающимся и не приводило к сердечно-сосудистым нарушениям. Это же животное умерло; Тем не менее, это было связано с дополнительной процедурой, не связанной с интрамиокардиальной инъекцией.
Рисунок 1: Трансэпикардиальная инъекция кардиомиоцитов позволяет осуществлять прямую визуализацию сердца и обеспечивает высокую долю жизнеспособных клеток, доставленных в миокард. (А) Верхушка сердца обнажается через увлажненную марлевую повязку, направленную под основание сердца. (B) Эпикардиальный картирующий катетер очерчивает рубцовые и пограничные зоны, а также аннотирует места инъекций. (C) Игла 31 G используется для трансэпикардиального введения клеток в миокард. (D) Карта напряжения эпикарда с аннотацией места инъекции. Фиолетовый: нормальное напряжение, здоровый миокард; Красный: аномальное напряжение, больной миокард; Серые точки: места инъекций. После жертвоприношения сердце собирают и фиксируют формалином для последующего гистологического исследования. В (E) трансплантированные клетки человека обнаруживаются путем иммуноокрашивания на антинуклеарное антитело человека Ku80 и антитело против GFP. Масштабная линейка = 200 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Установка мини-насоса для яремной вены обеспечивает безопасный и надежный метод доставки PDGF в течение 7 дней . (А) Обнажается правая яремная вена, и мягкие ткани удаляются от сосуда. (B) Сосудистые узлы закупоривают сосуд, в то время как игла 14 G используется для прокола, через который продевается трубка мини-насоса. (C) Трубка мини-насоса вводится в вену, а корпус мини-насоса крепится к прилегающим мягким тканям. (D) Корпус мини-насоса и трубки до имплантации. (E) Сывороточную концентрацию рекомбинантного белка, доставляемого через мини-помпу и PDGF-AB, измеряли с помощью ИФА каждого животного на 3-й день после имплантации. Показано, что у животных, получавших PDGF-AB, концентрация PDGF-AB в крови значительно выше, чем у контрольных животных, что подтверждает эффективность метода введения осмотического мини-насоса. **обозначает статистически значимую разницу между группами (p = 0,005, U-критерий Манна-Уитни) Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Трансэндокардиальная интрамиокардиальная инъекция позволяет использовать минимально инвазивный метод введения терапевтических средств. (А) Рентгеноскопический снимок справа спереди косой, демонстрирующий инъекционный катетер (белая стрелка), вводящий контрастное вещество (желтая стрелка) в миокард. Инъекция контрастного вещества предшествует терапевтической инъекции и следует за ней, чтобы можно было подтвердить введение иглы в миокард. (B) Введенный вектор экспрессировал зеленый флуоресцентный белок (GFP) таким образом, что введенный материал флуоресцировал при заборе ткани, тем самым подтверждая успех инъекции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
| Трансэпикардиальная инъекция (n = 29) | Трансэндокардная инъекция (n = 22) | Осмотический мининасос (n = 7) | |
| Смертность | 3 | 0 | 0 |
| Послеоперационная рвота и остановка дыхания | 1 | 0 | 0 |
| Фибрилляция желудочков во время инъекции | 1 | 0 | 0 |
| Безимпульсная электрическая активность во время закрытия грудной клетки | 1 | 0 | 0 |
| Заболеваемость | 0 | 1 | 0 |
| Пневмоторакс | 0 | 0 | 0 |
| Плевральный выпот | 0 | 0 | 0 |
| Перфорация камеры сердца | 0 | 1 | 0 |
| Кровоизлияние | 0 | 0 | 0 |
Таблица 1: Список осложнений.
Discussion
Трансэпикардиальная интрамиокардиальная инъекция
Преимущество этой процедуры заключается в прямой визуализации сердца и, как было продемонстрировано, обеспечивает большую местную задержку терапевтических средств, чем системные методы введения 9,10,14. Тем не менее, торакотомия является инвазивной, требует значительных технических навыков и представляет больший риск заболеваемости и смертности, чем другие рассмотренные методы. Знание критических и опасных этапов процедуры может помочь в посредничестве в этом повышенном риске.
При манипуляциях с сердцем необходимо соблюдать большую осторожность из-за высокого риска аритмии и связанных с ней нарушений гемодинамики. Непрерывный инвазивный мониторинг артериального давления и электрокардиография позволяют быстро выявлять гипотензию или нестабильные аритмии, способствуя оперативному вмешательству и коррекции. Транзиторную гипотензию, как правило, можно лечить с помощью болюсов метараминола. Устойчивая гипотензия может быть временной путем уменьшения ингаляционного анестетика (тщательный контроль глубины анестезии) и начала вазопрессорной инфузии с одновременным определением причины изменения гемодинамики. Нестабильные аритмии, такие как желудочковая тахикардия или фибрилляция желудочков, можно лечить с помощью электрической кардиоверсии с внутривенными антиаритмическими средствами или без них.
Не менее важным для выживания животного является успешное удаление свободного газа из плевральной полости до закрытия грудной клетки. Несоблюдение этого требования может привести к развитию пневмоторакса, в результате чего животное подвергается большому риску нарушения дыхания и смерти после отключения от аппарата искусственной вентиляции легких при выздоровлении. Положительное давление в дыхательных путях должно поддерживаться не менее 30 с до тех пор, пока не прекратится бурление. Силиконовая трубка быстро удаляется после прекращения пузырьков, после чего грудная клетка быстро закрывается. Также возможно хирургическое наложение торакостомиальной трубки на закрытие, что позволяет вручную удалять воздух и воспалительную жидкость в течение следующих 24-72 часов. Однако его трудно содержать в чистоте и неприкосновенности, особенно если животные содержатся вместе. Повреждение или загрязнение трубки может привести к пиотораксу, пневмотораксу или сепсису. По нашему опыту, установка временного дренажа грудной клетки не требуется, если свободный газ должным образом удален до закрытия грудной клетки.
Чрескожная трансэндокардиальная интрамиокардиальная инъекция
Преимущество этого метода терапевтического введения заключается в том, что он позволяет осуществлять локальную доставку тканей с меньшим риском из-за его менее инвазивного характера по сравнению с хирургическим подходом10,14. Этот метод уже используется в исследованиях на крупных животных, при этом в качестве ориентира используются как рентгеноскопия, так и электромеханическое картирование при отсутствии прямой визуализации10,16,17.
Учитывая, что сердце не находится под прямым зрением, процедуралисту целесообразно использовать ортогональные рентгеноскопические изображения при выборе места инъекции. Кроме того, введение разбавленного йодного контрастного вещества перед терапевтическим препаратом и его введение чрезвычайно ценно для подтверждения контакта с миокардом. Надлежащий контакт может быть подтвержден наблюдением характерного «покраснения миокарда», который может быть одним из немногих маркеров успеха инъекции до забора ткани. Из-за риска перфорации камеры толщина стенки миокарда в выбранном месте инъекции также рекомендуется превышать 9 мм14,16.
Яремная венозно-осмотическая мини-помпа
Осмотический мини-насос является популярным устройством, обычно используемым в исследованиях на мелких животных. Наблюдается растущий интерес к использованию этого устройства на крупных животных моделях7, 18, 19, учитывая его уникальное преимущество введения терапевтического агента с постоянной скоростью в течение определенного периода времени. Возможным ограничением этого метода является невозможность изменить или остановить скорость инфузии препарата без замены или снятия помпы. Это следует учитывать, прежде чем пробовать терапию таким образом.
Это исследование показало, что этот метод может быть выполнен с высокой степенью успешности у свиней, с низкой заболеваемостью и падежом. Необходимо отметить, что к месту операции примыкают многие жизненно важные структуры, в том числе лимфатические узлы, тимус и сонная артерия. Настоятельно рекомендуется придерживаться метода и консультироваться с анатомическими текстами20, чтобы предотвратить непреднамеренное повреждение любой из этих структур. Наиболее опасным осложнением этого метода является геморрагический шок из-за непреднамеренного травмирования яремной вены или окружающей структуры. Поэтому очень важно, чтобы мягкие ткани, окружающие яремную вену, были аккуратно удалены. Неправильное выполнение этого шага может привести к трудностям при размещении трубки мини-насоса или остановке непреднамеренного кровотечения.
В данной статье описаны три метода проведения кардиоактивной терапии. Несмотря на заявленный успех каждого метода, существуют неотъемлемые ограничения, которые необходимо учитывать. Инвазивные процедуры (трансэпикардиальные инъекции) позволяют повысить точность терапевтического введения; Однако они несут в себе больший риск потенциально смертельных осложнений. Кроме того, инвазивные роды предъявляют повышенные требования к техническим навыкам, чтобы свести к минимуму риск осложнений. Аналогичным образом, трансэндокардиальная инъекция под контролем флюороскопии требует определенных технических навыков для катетеризации и манипуляций с оборудованием. При неправильном выполнении этого метода возможны неудачные инъекции и фатальные осложнения.
Описанные методы прямой инъекции позволяют однократно вводить терапевтический препарат в ткани-мишени. Яремно-венозно-осмотическая мини-помпа позволяет системно вводить терапевтический препарат в течение 7 дней. Сравнительно этот метод проще и связан с меньшим риском, однако он опирается на системное лечение, находящееся в миокарде. Кроме того, после установки помпы невозможно прекратить введение или изменить мощность дозы без повторной анестезии животного и снятия помпы.
Все методы, описанные в этой статье, выполнялись на животных в день или через 2 недели после инфаркта миокарда. Таким образом, данная работа не может сообщать об успехе указанных методов у здоровых животных или животных, подвергшихся альтернативной сердечной патологии. Наконец, фармакология и биотехнология любого предполагаемого агента должны быть тщательно продуманы, поскольку они будут неразрывно связаны с эффективностью выбранного пути доставки. Подробное обсуждение этого вопроса выходит за рамки данной рукописи.
Всестороннее описание доклинических методов приносит пользу животным и научному сообществу в целом. В результате повышается воспроизводимость процедур и результатов, что приводит к меньшему количеству осложнений со здоровьем животных, уменьшению количества животных, необходимых для получения значимых результатов, и большей уверенности в результатах экспериментов21,22. В данной статье описаны три метода введения новых терапевтических средств для лечения инфаркта миокарда на модели свиньи. Ожидается, что, подробно описав используемые методы и сформулировав преимущества и риски каждого из них, исследователи смогут комфортно создавать последовательные и надежные доклинические модели, соответствующие их исследовательским целям.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа финансировалась за счет грантов Национального совета по здравоохранению и медицинским исследованиям APP1194139/APP1126276 (JC), Национального фонда стволовых клеток Австралии и Управления здравоохранения и медицинских исследований правительства Нового Южного Уэльса (JC). DS был поддержан Королевским австралазийским колледжем врачей, Институтом клинической патологии и медицинских исследований, а также Австралийской правительственной программой подготовки исследователей. TD был поддержан Институтом клинической патологии и медицинских исследований, стипендией семьи Пенфолдс, Национальным советом по здравоохранению и медицинским исследованиям (APP2002783) и Национальным фондом сердца Австралии (104615).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Central line placement | |||
| 2-0 sutures | Ethicon | JJ9220 | |
| Arrow' Paediatric Two-Lumen Central Venous Catheterisation Set with Blue FlexTip Catheter (contains 18G cook needle and 0.035" J-tip wire) | Teleflex | CS-14502 | Central Line |
| Green Fluorsence Protein (GFP) | Abcam | ab13970 | 1:100 dilution ratio |
| Histology antibodies | |||
| Ku80 | Cell Signalling Technology | C48E7 | 1:500 dilution ratio |
| No. 11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile ultrasound probe cover | Atris | 28041947 | |
| Swine Jacket with Pocket, size 'Medium' | Lomir Biomedical | SS J2YJJET | |
| Jugular vein osmotic minipump implantation | |||
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| Bellucci Self-Retaining Retractor | surgicalinstruments.net.au | group-24.26.02 | Self retaining tissue retractor |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel blade | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, 663G | |
| Osmotic Infusion Minipump | Alzet | 2ML1, 2ML2, 2ML4 | |
| Vascular Silicone Ties | Vecmedical | 95001 | |
| Vicryl suture (5-0) | Ethicon | W9982 | |
| Percutaneous transedocardial injection | |||
| Artis Zee' C-Arm Fluoroscopy | Siemens | IR-19-1994 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Myostar' Injection Catheter | Biosense Webster | 121117S, 121119S, 1211120S | Intramyocardial injection catheter |
| No.11 scalpel | Swann-Morton | 203 | |
| Omnipaque' Iohexol Contrast | GE Healthcare | AUST R 39861 | Iodinated contrast agent |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sedation & general anaesthesia | |||
| Compound Sodium Lactate Hartmann's Solution | Free flex | 894451 | |
| Fentanyl 50 mcg/mL | Pfizer | AUST R 107027. | Intravenous anaesthesia and analgesia |
| Forthane' Isoflurane | Abbott | AUST R 29656 | Inhalant anaesthetic |
| GE Aestiva 5 Anaesthesia Machine | Datex Ohmeda | 17002-9, 17002A9 Avante Health Solutions | Anaesthetic Machine |
| Hypnovel' Midazolam 5 mg/mL | Roche | AUST R 13726 | Sedative |
| Intravenous cannula | BD Angiocath | 381137 | 20 gauge cannula |
| Ketamil' Ketamine 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 51188c | Sedative |
| Laryngoscope | Miller | VDI-6205 | |
| Medetomidine 1 mg/mL | Ilium | APVMA number 64251; ACVM number A10488 | Sedative |
| Metaraminol 10 mg/mL | Phebra | AUST R 284784 | Short-acting vasopressor |
| Methadone 10 mg/mL | Ilium | APVMA number: 63712 | Sedative, Restricted drug |
| Onsetron' Ondansetron 2 mg/mL | Accord Healthcare | AUST R 205593 | Anti-emetic |
| Propofol-Lipuro' Propofol 10 mg/mL | Braun | AUST R 142906 | Intravenous anaesthetic |
| Pulse Oximeter | Meditech | GVPMT-M3S | Portable pulse oximeter |
| Shiley' Cuffed Basic Endotracheal Tube (Size 5.5 & 6.0) | Medtronic | 86108-, 86109- | |
| Shiley' Intubating Stylet, 10 Fr | Medtronic | 85864 | |
| Sodium Chloride 0.9% | Free flex | FAH1322 | |
| Thoracotomy and epicardial Cell Injection | |||
| 27 G Insulin needle | Terumo | 51907 | |
| Adson Brown Tissue Forceps | Icon Medical Supplies | KLINI316012 | |
| CARTO' 3 System | Biosense Webster | Electrophysiological Mapping Software & System | |
| Cefazolin 1 g Vial | AFT Pharmaceuticals | 9421900137367 CH2 | Antibiotic Prophylaxis |
| Chest drainage tube | SurgiVet | SKU-336 | |
| Cook Access Needle | Cook Medical | G07174 | Cannulation needle |
| Cooley Sternotomy Retractor Paediatric | Millennium Surgical | 9-61287 | |
| Durogesic' 100 mcg/h Fentanyl Patch | Janssen | AUST R 112371 | Postoperative analgesia |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Electrosurgical Pencils with 'Edge' Coated Electrodes | Covidien | E2450H | Cautery Pencil |
| Fast-Cath' Introducer (6 French, 8 French) | Abbott | 406204, 406142 | Vascular sheath with introducer and guidewire |
| Lignocaine 20 mg/mL | Pfizer | AUST R 49296, AUST R 49297, AUST R 49293 and AUST R 49295. | Local anaesthesia, anti-arrhythmic |
| Marcaine' Bupivacaine 0.5% | Pfizer | AUST R 48328 | Local anaesthesia. |
| Metzenbaum Scissors | Icon Medical Supplies | ARMO3250 | |
| No. 22 scalpel | Swann-Morton | 208 | |
| Nylon Suture (2-0, 3-0) | Ethicon | D9635, JJ76264 | |
| Size 1 PDS suture | Ethicon | JJ75414 | |
| Sparq' Ultrasound System | Philips | MP11742 Medpick | |
| Sterile gauze | Kerlix | KE5072 | |
| Sterile laparotomy sponges | Propax | 2907950 | |
| Thermocool Smartouch' Catheter | Biosense Webster | D133601, D133602, D133603 | Epicardial Mapping Catheter |
References
- Vogel, B., et al.
- Niccoli, G., et al. Optimized treatment of ST-elevation myocardial infarction. Circulation Research. 125 (2), 245-258 (2019).
- Ezekowitz, J. A., et al. Declining in-hospital mortality and increasing heart failure incidence in elderly patients with first myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 53 (1), 13-20 (2009).
- Hastings, C. L., et al. Drug and cell delivery for cardiac regeneration. Advanced Drug Delivery Reviews. 84, 85-106 (2015).
- Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large animal models of heart failure: a translational bridge to clinical success. JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
- Suzuki, Y., Yeung, A. C., Ikeno, F. The representative porcine model for human cardiovascular disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 195483 (2011).
- Thavapalachandran, S., et al. Platelet-derived growth factor-AB improves scar mechanics and vascularity after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (524), (2020).
- Hou, D., et al. Radiolabeled cell distribution after intramyocardial, intracoronary, and interstitial retrograde coronary venous delivery: implications for current clinical trials. Circulation. 112, 150-156 (2005).
- Tousoulis, D., Briasoulis, A., Antoniades, C., Stefanadi, E., Stefanadis, C. Heart regeneration: what cells to use and how. Current Opinion in Pharmacology. 8 (2), 211-218 (2008).
- Bonnet, G., Ishikawa, K., Hajjar, R. J., Kawase, Y.
- Marchlinski, F. E., Callans, D. J., Gottlieb, C. D., Zado, E. Linear ablation lesions for control of unmappable ventricular tachycardia in patients with ischemic and nonischemic cardiomyopathy. Circulation. 101 (11), 1288-1296 (2000).
- Polin, G. M., et al. Endocardial unipolar voltage mapping to identify epicardial substrate in arrhythmogenic right ventricular cardiomyopathy/dysplasia. Heart Rhythm. 8 (1), 76-83 (2011).
- Tatay, J. Veterinary Sutures Handbook. , Editorial Servet. (2018).
- McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocol. 7 (8), 1479-1496 (2012).
- Sun, S., et al. Establishing a swine model of post-myocardial infarction heart failure for stem cell treatment. Journal of Visualized Experiments. (159), e60392 (2020).
- Gwon, H. C., et al. The feasibility and safety of fluoroscopy-guided percutaneous intramyocardial gene injection in porcine heart. International Journal of Cardiology. 79 (1), 77-88 (2001).
- Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95 (14), 1145-1152 (2009).
- Wang, X., Shangguan, W., Li, G. Angiotensin-(1-7) prevents atrial tachycardia induced-heat shock protein 27 expression. Journal of Electrocardiology. 51 (1-7), 117-120 (2018).
- Klatt, N., et al. Development of nonfibrotic left ventricular hypertrophy in an ANG II-induced chronic ovine hypertension model. Physiological Reports. 4 (17), 12897 (2016).
- Singh, B., Dyce, K. M. Dyce, Sack, and Wensing's Textbook of Veterinary Anatomy. , Saunders. St. Louis, Missouri. (2018).
- Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLOS Biology. 18 (7), 3000411 (2020).
- Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment and heart disease research. Lab Animals. 51 (2), 46-67 (2022).
