Мышиная модель оротрахеальной интубации и вентилируемой хирургии реперфузии ишемии легких
Summary
Мышиная хирургическая модель для создания реперфузии ишемии левого легкого (ИК) при сохранении вентиляции и предотвращении гипоксии.
Abstract
Реперфузионное повреждение ишемией (ИК) часто является результатом процессов, которые включают преходящий период прерванного кровотока. В легких изолированный ИК позволяет экспериментально изучить этот специфический процесс с продолжением альвеолярной вентиляции, тем самым избегая усугубляющихся повреждающих процессов гипоксии и ателектаза. В клиническом контексте реперфузионное повреждение ишемии легких (также известное как легочная IRI или LIRI) вызвано многочисленными процессами, включая, но не ограничиваясь, легочной эмболией, реанимированной геморрагической травмой и трансплантацией легких. В настоящее время существуют ограниченные эффективные варианты лечения LIRI. Здесь мы представляем обратимую хирургическую модель ИК легких, включающую первую оротрахеальную интубацию, за которой следует односторонняя ишемия левого легкого и реперфузия с сохраненной альвеолярной вентиляцией или газообменом. Мыши подвергаются левой торакотомии, через которую левая легочная артерия обнажается, визуализируется, изолируется и сжимается с помощью обратимого скользящего узла. Затем хирургический разрез закрывается во время ишемического периода, а животное пробуждается и экстубируется. При спонтанном дыхании мыши реперфузия устанавливается путем высвобождения скользящего узла вокруг легочной артерии. Эта клинически значимая модель выживания позволяет оценить ИК-повреждение легких, фазу разрешения, последующее воздействие на функцию легких, а также модели с двумя ударами, включающие экспериментальную пневмонию. Несмотря на техническую сложность, эта модель может быть освоена в течение нескольких недель или месяцев с возможным показателем выживаемости или успеха 80-90%.
Introduction
Реперфузионное повреждение ишемии (ИК) может возникнуть, когда кровоток восстанавливается к органу или тканевому слою после некоторого периода прерывания. В легких ИК может возникать изолированно или в сочетании с другими повреждающими процессами, такими как инфекция, гипоксия, ателектаз, волютраума (от больших приливных объемов во время искусственной вентиляции легких), баротравма (высокое пиковое или устойчивое давление во время механической вентиляции) или тупое (непроникающее) ушиб легких 1,2,3 . Остается несколько пробелов в наших знаниях о механизмах LIRI и влиянии параллельных процессов (например, инфекции) на результаты LIRI, а также варианты лечения LIRI ограничены. Модель in vivo чистого LIRI необходима для выявления патофизиологии ИК-повреждения легких в изоляции и изучения его вклада в любой процесс многократного попадания, компонентом которого является повреждение легких.
ИК-модели мышиных легких могут быть использованы для изучения специфической для легких патофизиологии нескольких процессов, включая трансплантацию легких3, легочную эмболию4 и повреждение легких после геморрагической травмы с реанимацией5. Используемые в настоящее время модели включают хирургическую трансплантацию легких6, зажимхилара 7, перфузию легкого ex vivo 8 и вентилируемое легкое IR9. Здесь мы предоставляем подробный протокол для мышиной вентилируемой ИК-модели стерильного повреждения легких. Существует множество преимуществ этого подхода (рисунок 2), в том числе то, что он вызывает минимальную гипоксию и минимальный ателектаз, и это модель хирургии выживания, которая позволяет проводить долгосрочные исследования.
Причины выбора этой модели LIRI по сравнению с другими моделями, такими как модели зажима Хилара и перфузии ex vivo , следующие: эта модель минимизирует воспалительный вклад ателектаза, механической вентиляции и гипоксии; сохраняет циклическую вентиляцию; он поддерживает неповрежденную иммунную систему in vivo , которая может реагировать на ИК-травму; и, наконец, в качестве процедуры выживания она позволяет проводить долгосрочный анализ механизмов получения вторичных травм (модели с 2 ударами) и разрешения травм. В целом, мы считаем, что эта вентилируемая ИК-модель легких обеспечивает «чистейшую» форму ИК-повреждения, которая может быть изучена экспериментально.
В других публикациях описано использование оротрахеальной интубации мышей для выполнения ИТ-инъекций или установок10,11, но не в качестве отправной точки для операции по выживанию, как это происходит в этой модели. Размещение оротрахеальной трубки позволяет выполнять операцию на легких, позволяя коллапсировать операционное легкое. Это также позволяет реинфляцию легкого в конце процедуры, что имеет решающее значение для пневмоторакса и для способности мыши возвращаться к спонтанной вентиляции по завершении процедур. Наконец, удаление закрепленной оротрахеальной трубки является простой процедурой, которая, в отличие от инвазивной трахеотомии, совместима с операцией по выживанию. Это позволяет проводить долгосрочные исследования, направленные на понимание прогрессирования и разрешения LIRI и связанных с ним расстройств, а также на создание моделей хронических травм.
Protocol
Representative Results
Discussion
В этой рукописи подробно описываются этапы, связанные с выполнением ИК-модели вентилируемого легкого, разработанной Dodd-o et al.9. Эта модель помогла идентифицировать молекулярные пути, участвующие в генерации и разрешении воспаления из ИК легких в изоляции 14,15,16,17</sup…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа финансировалась департаментской поддержкой отделения анестезии и периоперационной помощи, Калифорнийского университета в Сан-Франциско и больницы общего профиля Сан-Франциско, а также наградой NIH R01 (ap): 1R01HL146753.
Materials
| Equipment | |||
| Fiber Optic Light Pipe | Cole-Parmer | UX-41720-65 | Fiberoptic light pipe |
| Fiber Optic Light Source | AmScope | SKU: CL-HL250-B | Light source for fiberoptic lights |
| Germinator 500 | Cell Point Scientific, Inc. | No.5-1450 | Bead Sterilizer |
| Heating Pad | AIMS | 14-370-223 | Alternative option |
| Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper) | WAHL home products | SKU 09854-600B | To remove mouse hair on surgical site |
| Microscope | Nikon | SMZ-10 | Other newer options available at the company website |
| MiniVent Ventilator | Havard Apparatus | Model 845 | Mouse ventilator |
| Ultrasonic Cleaner | Cole-Parmer | UX-08895-05 | Clean tools that been used in operation |
| Warming Pad | Kent Scientific | RT-0501 | To keep mouse warm while recovering from surgery |
| Weighing Scale | Cole-Parmer | UX-11003-41 | Weighing scale |
| Surgery Tools | |||
| 4-0 Silk Suture | Ethicon | 683G | For closing muscle layer |
| 7-0 Prolene Suture | Ethicon Industry | EP8734H | Using for making a slip knot of left pulmonary artery |
| Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use) | Aspen Surgical | 372611 | For entering thoracic cavity (option 1) |
| Bard-Parker (12) Scalpel | Aspen Surgical | 372612 | For entering thoracic cavity (option 2) |
| Extra Fine Graefe Forceps | FST | 11150-10 | Muscle/rib holding forceps |
| Magnetic Fixator Retraction System | FST | 1. Base Plate (Nos. 18200-03) 2. Fixators (Nos. 18200-01) 3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12) 4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08) |
Small Animal Retraction System |
| Monoject Standard Hypodermic Needle | COVIDIEN | 05-561-20 | For medication delivery IP |
| Narrow Pattern Forceps | FST | 11002-12 | Skin level forceps |
| Needle holder/Needle driver | FST | 12565-14 | for holding needles |
| Needles | BD | 305110 | 26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too) |
| PA/Vessel Dilating forceps | FST | 00125-11 | To hold PA; non-damaging gripper |
| Scissors | FST | 14060-09 | Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery |
| Ultra Fine Dumont micro forceps | FST | 11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm) | For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus |
| Reagents | |||
| 0.25% Bupivacaine | Hospira, Inc. | 0409-1159-02 | Topical analgesic used during surgical wound closure |
| Avertin (2,2,2-Tribromoethanol) | Sigma-Aldrich | T48402-25G | Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg. |
| Buprenorphine | Covetrus North America | 59122 | Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg |
| Eye Lubricant | BAUSCH+LOMB | Soothe Lubricant Eye Ointment | Relieves dryness of the eye |
| Povidone-Iodine 10% Solution | MEDLINE INDUSTRIES INC | SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic) | Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery |
| Materials | |||
| Alcohol Swab | BD brand | BD 326895 | for sterilzing area of injection and surgery |
| Plastic film | KIRKLAND | Stretch-Tite premium | Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective) |
| Rodent Surgical Drapes | Stoelting | 50981 | Sterile field or drape for surgical field |
| Sterile Cotton Tipped Application | Pwi-Wnaps | 703033 | used for applying eye lubricant |
| Top Sponges | Dukal Corporaton | Reorder # 5360 | Stopping bleeding from skin/muscle |
References
- Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
- Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
- Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).
- Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
- Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
- Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
- Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
- Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
- Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
- Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).
- Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).
- Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids’ immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
- Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
