En musemodell av orotrakeal intubasjon og ventilert lungeiskemi reperfusjonskirurgi
Summary
En mus kirurgisk modell for å skape venstre lunge iskemi reperfusjon (IR) skade samtidig opprettholde ventilasjon og unngå hypoksi.
Abstract
Iskemi reperfusjon (IR) skade ofte resultater fra prosesser som involverer en forbigående periode med avbrutt blodstrøm. I lungen tillater isolert IR den eksperimentelle studien av denne spesifikke prosessen med fortsatt alveolær ventilasjon, og unngår dermed de sammensatte skadelige prosessene av hypoksi og atelektase. I klinisk sammenheng er lunge iskemi reperfusjonsskade (også kjent som lunge IRI eller LIRI) forårsaket av en rekke prosesser, inkludert men ikke begrenset til lungeemboli, gjenopplivet hemorragisk traume og lungetransplantasjon. Det er for tiden begrensede effektive behandlingsalternativer for LIRI. Her presenterer vi en reversibel kirurgisk modell for lunge-IR som involverer første orotrakeale intubasjon etterfulgt av ensidig venstre lungeiskemi og reperfusjon med bevart alveolær ventilasjon eller gassutveksling. Mus gjennomgår en venstre torakotomi, gjennom hvilken venstre lungearterie blir utsatt, visualisert, isolert og komprimert ved hjelp av en reversibel slipknot. Det kirurgiske snittet blir deretter lukket i den iskemiske perioden, og dyret blir vekket og ekstubert. Når musen puster spontant, etableres reperfusjon ved å frigjøre slipknuten rundt lungearterien. Denne klinisk relevante overlevelsesmodellen tillater evaluering av lunge-IR-skade, oppløsningsfasen, nedstrøms effekter på lungefunksjonen, samt to-hit-modeller som involverer eksperimentell lungebetennelse. Selv om det er teknisk utfordrende, kan denne modellen mestres i løpet av noen uker til måneder med en eventuell overlevelses- eller suksessrate på 80% -90%.
Introduction
Iskemi reperfusjon (IR) skade kan oppstå når blodstrømmen er gjenopprettet til et organ eller vev seng etter en periode med avbrudd. I lungen kan IR forekomme isolert eller i forbindelse med andre skadelige prosesser som infeksjon, hypoksi, atelektase, volutrauma (fra høye tidevannsvolumer under mekanisk ventilasjon), barotrauma (høyt topp eller vedvarende trykk under mekanisk ventilasjon) eller stump (ikke-penetrerende) lungekontusjonsskade 1,2,3 . Det er fortsatt flere hull i vår kunnskap om LIRIs mekanismer og virkningen av samtidige prosesser (f.eks. infeksjon) på LIRI-utfall, og også behandlingsalternativene for LIRI er begrensede. En in vivo-modell av ren LIRI er nødvendig for å identifisere patofysiologien til lunge-IR-skade isolert og for å studere dens bidrag til enhver multi-hit-prosess der lungeskade er en komponent.
Murine lunge IR-modeller kan brukes til å studere lungespesifikk patofysiologi av flere prosesser, inkludert lungetransplantasjon3, lungeemboli4 og lungeskade etter hemorragisk traume med gjenopplivning5. For tiden brukte modeller inkluderer kirurgisk lungetransplantasjon6, hilar klemming7, ex vivo lungeperfusjon8 og ventilert lunge IR9. Her gir vi en detaljert protokoll for en murine ventilert lunge IR-modell av steril lungeskade. Det er flere fordeler med denne tilnærmingen (figur 2), inkludert at den induserer minimal hypoksi og minimal atelektase, og det er en overlevelsesoperasjonsmodell som muliggjør langsiktige studier.
Grunner til å velge denne modellen av LIRI over andre modeller som hilar klemming og ex vivo perfusjonsmodeller er følgende: denne modellen minimerer de inflammatoriske bidragene til atelektase, mekanisk ventilasjon og hypoksi; det bevarer syklisk ventilasjon; det opprettholder et intakt in vivo sirkulasjonsimmunsystem som kan reagere på IR-skaden; og til slutt, som en overlevelsesprosedyre, tillater den langsiktig analyse av mekanismene for sekundær skadegenerering (2-hit-modeller) og skadeoppløsning. Samlet sett tror vi at denne ventilerte lunge-IR-modellen gir den “reneste” formen for IR-skade som kan studeres eksperimentelt.
Andre publikasjoner har beskrevet bruk av orotrakeal intubasjon av mus for å utføre IT-injeksjoner eller installasjoner10,11, men ikke som utgangspunkt for en overlevelseskirurgi som det er i denne modellen. Plasseringen av et orotrakealt rør tillater utførelsen av lungekirurgi ved å tillate sammenbrudd av den operative lungen. Det tillater også reinflasjon av lungen ved slutten av prosedyren, noe som er kritisk for pneumothorax og for musens evne til å gå tilbake til spontan ventilasjon ved avslutningen av prosedyrene. Endelig er fjerning av det sikrede orotrakealrøret en enkel prosedyre som, i motsetning til en invasiv trakeotomi, er kompatibel med en overlevelsesoperasjon. Dette muliggjør langsiktige forskningsstudier fokusert på å forstå progresjon og oppløsning av LIRI og tilhørende lidelser, samt opprettelse av kroniske skademodeller.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dette manuskriptet beskriver trinnene som er involvert i å utføre den ventilerte lunge-IR-modellen utviklet av Dodd-o et al.9. Denne modellen har bidratt til å identifisere molekylære veier involvert i generering og oppløsning av betennelse fra lunge-IR isolert 14,15,16,17, lunge-IR i kombinasjon med sameksisterende infeksjon 18, og lunge-IR i forhold til tarm-lungeaksen og bidraget fra tarmmikrobiomet13,18,19<sup class="xr…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dette arbeidet ble finansiert av avdelingsstøtte fra Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco og San Francisco General Hospital, samt av en NIH R01-pris (til AP): 1R01HL146753.
Materials
| Equipment | |||
| Fiber Optic Light Pipe | Cole-Parmer | UX-41720-65 | Fiberoptic light pipe |
| Fiber Optic Light Source | AmScope | SKU: CL-HL250-B | Light source for fiberoptic lights |
| Germinator 500 | Cell Point Scientific, Inc. | No.5-1450 | Bead Sterilizer |
| Heating Pad | AIMS | 14-370-223 | Alternative option |
| Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper) | WAHL home products | SKU 09854-600B | To remove mouse hair on surgical site |
| Microscope | Nikon | SMZ-10 | Other newer options available at the company website |
| MiniVent Ventilator | Havard Apparatus | Model 845 | Mouse ventilator |
| Ultrasonic Cleaner | Cole-Parmer | UX-08895-05 | Clean tools that been used in operation |
| Warming Pad | Kent Scientific | RT-0501 | To keep mouse warm while recovering from surgery |
| Weighing Scale | Cole-Parmer | UX-11003-41 | Weighing scale |
| Surgery Tools | |||
| 4-0 Silk Suture | Ethicon | 683G | For closing muscle layer |
| 7-0 Prolene Suture | Ethicon Industry | EP8734H | Using for making a slip knot of left pulmonary artery |
| Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use) | Aspen Surgical | 372611 | For entering thoracic cavity (option 1) |
| Bard-Parker (12) Scalpel | Aspen Surgical | 372612 | For entering thoracic cavity (option 2) |
| Extra Fine Graefe Forceps | FST | 11150-10 | Muscle/rib holding forceps |
| Magnetic Fixator Retraction System | FST | 1. Base Plate (Nos. 18200-03) 2. Fixators (Nos. 18200-01) 3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12) 4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08) |
Small Animal Retraction System |
| Monoject Standard Hypodermic Needle | COVIDIEN | 05-561-20 | For medication delivery IP |
| Narrow Pattern Forceps | FST | 11002-12 | Skin level forceps |
| Needle holder/Needle driver | FST | 12565-14 | for holding needles |
| Needles | BD | 305110 | 26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too) |
| PA/Vessel Dilating forceps | FST | 00125-11 | To hold PA; non-damaging gripper |
| Scissors | FST | 14060-09 | Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery |
| Ultra Fine Dumont micro forceps | FST | 11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm) | For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus |
| Reagents | |||
| 0.25% Bupivacaine | Hospira, Inc. | 0409-1159-02 | Topical analgesic used during surgical wound closure |
| Avertin (2,2,2-Tribromoethanol) | Sigma-Aldrich | T48402-25G | Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg. |
| Buprenorphine | Covetrus North America | 59122 | Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg |
| Eye Lubricant | BAUSCH+LOMB | Soothe Lubricant Eye Ointment | Relieves dryness of the eye |
| Povidone-Iodine 10% Solution | MEDLINE INDUSTRIES INC | SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic) | Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery |
| Materials | |||
| Alcohol Swab | BD brand | BD 326895 | for sterilzing area of injection and surgery |
| Plastic film | KIRKLAND | Stretch-Tite premium | Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective) |
| Rodent Surgical Drapes | Stoelting | 50981 | Sterile field or drape for surgical field |
| Sterile Cotton Tipped Application | Pwi-Wnaps | 703033 | used for applying eye lubricant |
| Top Sponges | Dukal Corporaton | Reorder # 5360 | Stopping bleeding from skin/muscle |
References
- Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
- Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
- Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).
- Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
- Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
- Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
- Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
- Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
- Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
- Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).
- Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).
- Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids’ immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
- Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
