Hier wird ein chirurgisches Verfahren zur permanenten Ligatur der linken Koronararterie bei Mäusen vorgestellt. Mit diesem Modell kann die Pathophysiologie und die damit verbundene Entzündungsreaktion nach Myokardinfarkt untersucht werden.
Ischämische Herzkrankheit und anschließender Myokardinfarkt (MI) ist eine der häufigsten Todesursachen in den Vereinigten Staaten und auf der ganzen Welt. Um die pathophysiologischen Veränderungen nach einem Myokardinfarkt zu erforschen und zukünftige Behandlungen zu entwickeln, sind Forschungsmodelle von MI erforderlich. Die permanente Ligatur der linken Koronararterie (LCA) bei Mäusen ist ein beliebtes Modell zur Untersuchung der Herzfunktion und des ventrikulären Umbaus nach MI. Hier beschreiben wir ein weniger invasives, zuverlässiges und reproduzierbares chirurgisches Maus-MI-Modell durch permanente Ligatur der LCA. Unser chirurgisches Modell besteht aus einer leicht reversiblen Vollnarkose, einer endotrachealen Intubation, die keine Tracheotomie erfordert, und einer Thorakotomie. Elektrokardiographie und Troponinmessung sollten durchgeführt werden, um MI sicherzustellen. Echokardiographie am Tag 28 nach MI erkennt Herzfunktion und Herzinsuffizienzparameter. Der Grad der Herzfibrose kann durch Massons Trichromfärbung und Herz-MRT beurteilt werden. Dieses MI-Modell ist nützlich für die Untersuchung der pathophysiologischen und immunologischen Veränderungen nach MI.
Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind ein großes Problem für die öffentliche Gesundheit, das jedes Jahr 17,9 Millionen Menschenleben fordert, was 31 Prozent der weltweiten Sterblichkeit ausmacht1. Die häufigste Form der kardiovaskulären Anomalie ist die koronare Herzkrankheit, und der Myokardinfarkt (MI) ist eine der Hauptmanifestationen der koronaren Herzkrankheit2. MI wird in der Regel durch einen thrombotischen Verschluss einer Koronararterie aufgrund des Bruchs einer anfälligen Plaqueverursacht 3. Die daraus resultierende Ischämie verursacht tiefgreifende ionische und metabolische Veränderungen im betroffenen Myokard sowie eine rasche Abnahme der systolischen Funktion. MI führt zum Absterben von Kardiomyozyten, was zu ventrikulärer Dysfunktion und Herzinsuffizienz führen kann4.
Die Erforschung von MI bei Patienten ist aufgrund der Knappheit von Geweben, die von Patienten mit MI5 gewonnen werden, begrenzt. Daher sind murine Modelle von MI sowohl für die Untersuchung von Krankheitsmechanismen als auch für die Entwicklung potenzieller therapeutischer Ziele nützlich. Zu den derzeit verfügbaren Mausmodellen für MI gehören irreversible Ischämiemodelle (LCA und Ablationsmethoden) und Reperfusionsmodelle (Ischämie/Reperfusion, I/R)6. Die permanente Ligatur der linken Koronararterie (LCA) bei Mäusen ist die am häufigsten verwendete Methode und imitiert die Pathophysiologie und Immunologie von MI bei Patienten 7,8,9. Permanenter MI kann auch durch Ablationsmethoden induziert werden, die elektrische Schäden oder Kryoverletzungen beinhalten. Ablationsverfahren sind in der Lage, einen Infarkt einheitlicher Größe an der genauen Stelle10 zu erzeugen. Andererseits können Narbenbildung, Infarktmorphologie und molekulare Signalmechanismen zwischen den Ablationsmethoden variieren10,11. Die murine I/R-Methode ist ein weiteres wichtiges MI-Modell, da sie das klinische Szenario der Reperfusionstherapiedarstellt 12. Das I/R-Modell ist mit Herausforderungen wie einer variablen Infarktgröße, Schwierigkeiten bei der Unterscheidung von Reaktionen auf die Erstverletzung und Reperfusion6 verbunden.
Obwohl LCA-Ligaturmethoden weit verbreitet sind, sind sie mit niedrigen Überlebensraten und postoperativen Schmerzen verbunden13. Dieses Protokoll demonstriert das murine chirurgische MI-Modell der LCA-Ligatur, das die Vorbereitung und Intubation von Mäusen, die LCA-Ligatur, die postoperative Versorgung und die Validierung von MI umfasst. Anstatt eine invasive Tracheotomie14 zu verwenden, verwendet diese Methode eine endotracheale Intubation. Das Tier wird intubiert, indem der Oropharynx mit einem Laryngoskop beleuchtet wird, was den Eingriff einfacher, sicherer und weniger traumatisch macht15. Die Maus wird während des gesamten Eingriffs beatmet und unter Isofluran-Anästhesie gehalten. Darüber hinaus werden die Echokardiographie und die Masson-Trichrom-Färbung durchgeführt, um die Herzfunktion bzw. die Herzfibrose nach MI zu bewerten. Insgesamt bietet diese Methode ein zuverlässiges und reproduzierbares chirurgisches Mausmodell von MI, das zur Untersuchung der Pathophysiologie und Entzündung nach MI verwendet werden kann.
Das murine Modell von MI gewinnt in kardiovaskulären Forschungslabors an Popularität, und diese Studie beschreibt ein reproduzierbares und klinisch relevantes MI-Modell. Dieses Protokoll verbessert den LCA-Ligationsprozess in mehrfacher Hinsicht. Zunächst wird der Einsatz von injizierbaren präoperativen Anästhetika wie Xylazin/Ketamin oder Natrium-Pentobarbital14,15 vermieden. Es wurde nur eine Isofluran-Anästhesie verwendet, die dazu beiträgt, die Überle…
The authors have nothing to disclose.
Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des National Institute of Health (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 und R01DK129339), den AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), den AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) und den ALA Innovation Project Award (IA-629694) (an PD) unterstützt.
22 G catheter needle | Exel INT | 26741 | Thoracentesis |
24 G catheter needle | Exel INT | 26746 | Endotracheal intubation |
4-0 nylon suture | Covetrus | 29263 | Suturing of muscles and skin |
8-0 nylon suture | S&T | 3192 | Ligation of LAD |
Anesthetic Vaporizers | Vet equip | VE-6047 | Anesthetic support |
Animal physiology monitor | Fujifilm | VEVO 3100 | Monitor heart rate,respiration rate and body temperature |
Betadine solution | PBS animal health | 11205 | Antispetic |
Buprenorphine | Covetrus | 55175 | Analgesic |
Disecting microscope | OMANO | OM2300S-V7 | Binocular |
Electric razor | Wahl | 79300-1001M | Shaving |
Electrode gel | Parker Laboratories | W60698L | Electrically conductive gel |
Ethanol | Decon Laboratories | 22-032-601 | Disinfectant |
Forceps | FST | 11065-07 | Stainless Steel |
Gauze | Curity | CAR-6339-PK | Sterile |
Heat lamp | Satco | S4998 | Post surgery care |
Heating pad | Kent scientific | Surgi-M | Temperature control |
Hot Bead sterilizer | Germinator 500 | 11503 | Sterilization of surgical instrument |
Isoflurane | Covetrus | 29405 | Anesthesia |
Masson’s trichrome staining kit | Thermoscientific | 87019 | Measurement of cardiac Fibrosis |
Micro Needle Holder | FST | 12500-12 | Stainless Steel |
Micro scissors | FST | 15000-02 | Stainless Steel |
Ophthalmic ointment | Dechra | Puralube Vet | Sterile occular lubricant |
Scanning Gel | Parker Laboratories | Aquasonic 100 | Aqueous ultrasound transmission gel |
Scissors | FST | 14060-11 | Stainless Steel |
Small Animal Laryngoscope | Penn-Century | Model LS-2-M | Illuminating the oropharynx |
Small animal ventilator | Harvard apparatus | 557058 | Ventilator support |
Surgical light | Cole parmer | 41723 | Illuminator Width (in): 7 |
Vevo 3100 preclinical imaging platform | Fujifilm | VEVO 3100 | Echocardiography |
VevoLAB software | Fujifilm | VevoLAB 3.2.6 | Echocardiography data analysis |