Summary

Eine Reihe von Screening-Techniken für einen schnellen Überblick über die Funktion der Neutrophilen

Published: February 09, 2024
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Summary

Dieses Protokoll umfasst eine Reihe von funktionellen Neutrophilen-Assays, die als Screening-Methode verwendet werden, um Funktionen aus verschiedenen Signalwegen abzudecken. Das Protokoll beinhaltet eine erste und einfache Bewertung der Zelllebensfähigkeit, Reinheit, Produktion reaktiver Sauerstoffspezies, Echtzeitmigration, Phagozytose und einen vorläufigen Vorschlag für neutrophile extrazelluläre Fallen.

Abstract

Neutrophile Granulozyten sind als eine der ersten Verteidigungslinien in der angeborenen Immunantwort bekannt und können viele bestimmte zelluläre Funktionen ausführen, wie z. B. Chemotaxis, Rückwanderung, Phagozytose, Degranulation von zytotoxischen Enzymen und Metaboliten und Freisetzung von DNA als neutrophile extrazelluläre Fallen (NETs). Neutrophile Granulozyten haben nicht nur selbst eine streng regulierte Signalübertragung, sondern sind auch an der Regulation anderer Komponenten des Immunsystems beteiligt. Da frische Neutrophile unheilbar differenziert, kurzlebig und sehr variabel zwischen den Individuen sind, ist es wichtig, das Beste aus den gesammelten Proben zu machen. Forscher müssen häufig Screening-Assays durchführen, um einen Überblick über die vielen Funktionen von Neutrophilen zu erhalten, die von bestimmten zu untersuchenden Bedingungen beeinflusst werden können. Um diesem Bedarf gerecht zu werden, wurde eine Reihe von Tests entwickelt, die einem einzigen Isolierungsprozess von Neutrophilen normaler Dichte folgen und ein Gleichgewicht zwischen Geschwindigkeit, Vollständigkeit, Kosten und Genauigkeit anstreben. Die Ergebnisse können als Begründung und Leitfaden für eingehende Folgestudien verwendet werden. Dieses Verfahren kann in einer durchschnittlichen Zeit von 4 Stunden durchgeführt werden und umfasst die Bewertung der Zelllebensfähigkeit, der Produktion reaktiver Sauerstoffspezies (ROS), der Echtzeitmigration und der Phagozytose von Hefe auf Glasobjektträgern, so dass genügend Zellen für detailliertere Ansätze wie Omics-Studien übrig bleiben. Darüber hinaus bietet das Verfahren eine Möglichkeit, nach einer schnellen panoptischen Färbung, die durch Lichtmikroskopie beobachtet wurde, auf einfache Weise eine vorläufige Vermutung von NETs zu beobachten, wobei es an spezifischen Markern mangelt, die jedoch ausreichen, um anzuzeigen, ob sich weitere Bemühungen auf diese Weise lohnen würden. Die Vielfalt der getesteten Funktionen kombiniert Gemeinsamkeiten zwischen den Tests und reduziert so den Zeit- und Kostenaufwand für die Analyse. Das Verfahren wurde NeutroFun Screen genannt, und obwohl es Einschränkungen hat, gleicht es die oben genannten Faktoren aus. Darüber hinaus ist das Ziel dieser Arbeit kein eindeutiges Testset, sondern vielmehr ein Leitfaden, der leicht an die Ressourcen und Anforderungen jedes Labors angepasst werden kann.

Introduction

Neutrophile Granulozyten sind die am häufigsten vorkommenden Zellen des angeborenen Immunsystems im menschlichen Blut und es ist bekannt, dass sie eine wichtige Rolle bei Infektionen und Entzündungen spielen, da sie die ersten Helfer sind, die an der Stelle der Gewebeschädigung eintreffen1. In den letzten Jahren hat sich die Erkenntnis durchgesetzt, dass Neutrophile eine entscheidende Rolle bei einer Vielzahl von Krankheiten und bei der Unterstützung der Homöostase spielen2. Neutrophile Granulozyten haben nicht nur selbst eine streng regulierte Signalübertragung, sondern sind auch an der Regulation anderer Komponenten des Immunsystems beteiligt 3,4,5. Daher ist die Untersuchung von Neutrophilen und ihren vielen ungewöhnlichen zellulären Funktionen, wie Chemotaxis, Rückwanderung6, Phagozytose7, respiratorischer Ausbruch8 und die Freisetzung von neutrophilen extrazellulären Fallen (NETs)7, in zahlreichen Forschungskontexten unerlässlich, in denen es notwendig ist, die potenziellen funktionellen, morphologischen oder molekularen Veränderungen von Neutrophilen zu bewerten, die durch bestimmte zu analysierende Bedingungen ausgelöst werden.

Frisch isolierte Neutrophile sind terminal, kurzlebig, hochdynamisch und leicht zu aktivieren9. Eine effiziente Lagerungsmethode, die die Reaktionen der Neutrophilen nicht beeinflusst, wurde jedoch noch nicht erreicht, was es schwierig macht, mehrere Assays durchzuführen, die ununterbrochen sein müssen. Darüber hinaus sind zuvor beschriebene funktionelle Analysen10,11, die auf Assays basieren, die Zytometrie und/oder Fluoreszenzfärbung erfordern, möglicherweise keine praktikable Wahl, wenn eine breite und erste Bewertung der Neutrophilen erforderlich ist.

Um diese Probleme anzugehen, beschreibt dieses Protokoll eine Reihe von Tests, die nach einem einzigen Isolierungsprozess durchgeführt werden können, einschließlich der Bewertung der Zelllebensfähigkeit, der Produktion reaktiver Sauerstoffspezies (ROS), der Echtzeitmigration und der Phagozytose von Saccharomyces cerevisiae, deren Ergebnisse zur Begründung eingehender Folgestudien verwendet werden können. Dieses Verfahren mit dem Namen NeutroFun Screen wurde entwickelt, um die wichtigsten Effektoraktivitäten mit Ausnahme der Degranulation zu umfassen, und kann in einer durchschnittlichen Zeit von 4 Stunden abgeschlossen werden, einschließlich 1 Stunde Aktivierung. Darüber hinaus können die verbleibenden Zellen für detailliertere Ansätze wie Omics-Studien verwendet werden. Der Vorteil dieser Methode liegt in der Balance zwischen Geschwindigkeit, Komplexität, Kosten und Genauigkeit.

Darüber hinaus gibt es eine Möglichkeit, einen vorläufigen Vorschlag von NETs leicht zu beobachten, ohne spezifische Marker, aber genug, um anzuzeigen, ob sich weitere Bemühungen in dieser Richtung lohnen würden. Die Vielfalt der getesteten Funktionen zielt darauf ab, Gemeinsamkeiten zwischen den Tests zu kombinieren und so den Zeit- und Kostenaufwand für die Analyse zu reduzieren. Das Hauptziel dieser Methode ist es, eine ausgewogene, funktionelle Analyse in Bezug auf Geschwindigkeit, Vollständigkeit, Kosten und Genauigkeit zu liefern, die einen Überblick über die Reaktion der Neutrophilen ermöglicht, was sie zu einem nützlichen ersten Schritt bei der Untersuchung der Auswirkungen neuer Stimuli auf Neutrophile normaler Dichte macht.

Protocol

Alle Experimente folgten strikt den ethischen Richtlinien, die vom institutionellen Prüfungsausschuss der Universität Brasilia festgelegt wurden (Prozess 13364819.0.0000.5558), und die Proben wurden durch Codes identifiziert, um die Anonymität der Spender zu gewährleisten. Die Zellen wurden von normalen, gesunden männlichen Spendern im Alter von 18 bis 35 Jahren gewonnen, die die Einverständniserklärung unterschrieben und die folgenden Zulassungskriterien erfüllten: Nichtraucher/Dampfer, keine chronischen Erkrank…

Representative Results

Die in dieser Studie verwendete dichtebasierte Isolationsmethode (Abbildung 1) erfüllte die Kriterien für die vorgeschlagenen Experimente. Zu den mit dieser Methode ermittelten neutrophilen Parametern gehörten die Lebensfähigkeit ≥98 %, die Reinheit ≥94 % und die Zellausbeute ≥1,5 x 107, wobei in den Screening-Tests keine Aktivierung nachweisbar war. Zwei relevante Schritte bei der Isolierung von PMNs sind die Antikoagulation und die Entfernung von Erythrozyten. Das Halt…

Discussion

Neutrophile Granulozyten sind hochdynamische und reaktionsfähige Zellen, die kurzlebig sind und noch nicht kryokonserviert werden können19, was die Untersuchung ihrer Biologie zu einer Herausforderung macht. Daher ist es wichtig, sorgfältige Schritte zu befolgen, um lebensfähige, angereicherte und ruhende Neutrophile zu erhalten11,20. In dieser Studie wurde eine dichtebasierte Isolationstechnik verwendet, die den Schwerpunkt auf eine s…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren nennen die folgenden Förderorganisationen: FAPDF, CNPq, CAPES, UnB, FINEP und FINATEC.

Materials

CIM-Plate 16 Agilent  5665825001
CLARIOstar Plate Reader  BMG LABTECH US Patent Number 9,733,124
Product details: MARS Data Analysis Software
Dimethyl sulfoxide Dinâmica 1582
DNAse I Sigma – Aldrich DN 25
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate Sigma – Aldrich E5134
Fast panoptic stain Laborclin 620529
Glass slide Exacta 7102
Hank’s Balanced Salt Solution with calcium, with magnesium, without phenol red. Sigma – Aldrich 55037C
Hank’s Balanced Salt Solution without calcium chloride, magnesium sulfate and sodium bicarbonate. Sigma – Aldrich H4641
Heparin Blau  7896014655229
Laminar flow cabinet Veco VLFS-12
Microscope Zeiss 415501-0101-002 Product details: Primostar 1
Mixing Block BIOER MB-102
Neubauer improved bright-lined New Optik 1110000
N-formyl-methionyl-leucyl-phenylalanine Sigma – Aldrich F3506
Nitroblue tetrazolium Neon CAS 298-83-9
Percoll Cytiva 17089101 separation media
Phorbol 12-myristate 13-acetate Sigma – Aldrich P8139
Phosphate buffered saline tablet Sigma – Aldrich P4417
ROTOFIX 32 A Hettich 1206
Saccharomyces cerevisiae Fleischmann
Safranin Sigma – Aldrich 50240
Sodium dodecyl sulfate Cytiva 17-1313-01
Sonicator Qsonica Q125
Trypan blue solution Vetec C.I. 23850
Vortex Genie 2 Scientific Industries, Inc. 0K-0500-902
xCELLigence Real-Time Cell Analysis (RTCA) DP (dual purpose) Agilent  380601050 Product details: RTCA system composed of detection hardware, cell plates and software

Referências

  1. Nauseef, W. M., Borregaard, N. Neutrophils at work. Nature Immunology. 15 (7), 602-611 (2014).
  2. Groeneweg, L., Hidalgo, A. Emerging roles of infiltrating granulocytes and monocytes in homeostasis. Cellular and Molecular Life Sciences. 77 (19), 3823-3830 (2020).
  3. Rosales, C., Lowell, C. A., Schnoor, M., Uribe-Querol, E. Neutrophils: their role in innate and adaptive immunity 2017. Journal of Immunology Research. 2017, 9748345 (2017).
  4. Castro, M., et al. Proteome analysis of resting human neutrophils. Protein & Peptide Letters. 13 (5), 481-487 (2006).
  5. Li, Y., et al. The regulatory roles of neutrophils in adaptive immunity. Cell Communication and Signaling. 17, 147 (2019).
  6. de Oliveira, S., Rosowski, E. E., Huttenlocher, A. Neutrophil migration in infection and wound repair: going forward in reverse. Nature Reviews Immunology. 16 (6), 378-391 (2016).
  7. Burn, G. L., Foti, A., Marsman, G., Patel, D. F., Zychlinsky, A. The neutrophil. Immunity. 54 (7), 1377-1391 (2021).
  8. El-Benna, J., et al. Priming of the neutrophil respiratory burst: role in host defense and inflammation. Immunological Reviews. 273 (1), 180-193 (2016).
  9. Castro, M. S., Cilli, E. M., Fontes, W. Combinatorial synthesis and directed evolution applied to the production of alpha-helix forming antimicrobial peptides analogues. Current Protein & Peptide Science. 7 (6), 473-478 (2006).
  10. Mihaila, A. C., et al. Transcriptional profiling and functional analysis of N1/N2 neutrophils reveal an immunomodulatory effect of S100A9-blockade on the pro-inflammatory N1 subpopulation. Frontiers in Immunology. 12, 708770 (2021).
  11. Kuhns, D. B., Priel, D. A. L., Chu, J., Zarember, K. A. Isolation and functional analysis of human neutrophils. Current Protocols in Immunology. 111 (1), 7-23 (2015).
  12. Paulíková, E., Kociková, A., Sabol, M. Modification of a panoptic method of staining isolated cells. Bratislavske Lekarske Listy. 94 (12), 638-640 (1993).
  13. Strober, W. Trypan blue exclusion test of cell viability. Current Protocols in Immunology. 111 (1), 1-3 (2015).
  14. Libério, M. S., et al. Anti-proliferative and cytotoxic activity of pentadactylin isolated from Leptodactylus labyrinthicus on melanoma cells. Amino Acids. 40 (1), 51-59 (2011).
  15. Cano, P. M., Vargas, A., Lavoie, J. P. A real-time assay for neutrophil chemotaxis. BioTechniques. 60 (5), 245-251 (2016).
  16. Stefanowicz-Hajduk, J., Adamska, A., Bartoszewski, R., Ochocka, J. R. Reuse of E-plate cell sensor arrays in the xCELLigence Real-Time Cell Analyzer. BioTechniques. 61 (3), 117-122 (2016).
  17. Björkstén, B., Nyström, K., Lindqvist, B. The nitroblue tetrazolium (NBT) test in endemic benign (epidemic) nephropathy. Acta Medica Scandinavica. 199 (1-6), 147-150 (1976).
  18. Aquino, E., et al. Proteomic analysis of neutrophil priming by PAF. Protein & Peptide Letters. 23 (2), 142-151 (2016).
  19. Blanter, M., Gouwy, M., Struyf, S. Studying neutrophil function in vitro: cell models and environmental factors. Journal of Inflammation Research. 14, 141-162 (2021).
  20. Hsu, A. Y., Peng, Z., Luo, H., Loison, F. Isolation of human neutrophils from whole blood and buffy coats. Journal of Visualized Experiments. (175), e62837 (2021).
  21. Moghadam, Z. M., Henneke, P., Kolter, J. From flies to men: ROS and the NADPH oxidase in phagocytes. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 628991 (2021).
  22. Pattan, S. S., Bhat, K. G., Pattar, G. D., Kuntagi, M. Comparison of three different techniques for isolation of neutrophils from blood and their utility in performing nitroblue tetrazolium test. International Journal of Basic and Applied Physiology. 8 (1), 41 (2019).
  23. Gooty, J. R., Shashirekha, A., Guntakala, V. R., Palaparthi, R. Estimation of phagocytic activity of polymorphonuclear leukocytes in chronic and aggressive periodontitis patients with nitroblue tetrazolium test. Journal of Indian Society of Periodontology. 23 (4), 316 (2019).
  24. Langer, S., et al. Clinical and laboratory profiles of 17 cases of chronic granulomatous disease in north India. Indian Journal of Hematology and Blood Transfusion. 37 (1), 45-51 (2021).
  25. Oualha, R., et al. Infection of human neutrophils with Leishmania infantum or Leishmania major strains triggers activation and differential cytokines release. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 9, 153 (2019).
  26. Zilinskas, J., Zekonis, J., Zekonis, G., Valantiejiene, A., Periokaite, R. The reduction of nitroblue tetrazolium by total blood in periodontitis patients and the aged. Stomatologijal. 9 (4), 105-108 (2007).
  27. Benov, L. Improved formazan dissolution for bacterial MTT assay. Microbiology Spectrum. 9 (3), e01637 (2021).
  28. Chen, Y., Junger, W. G. Measurement of oxidative burst in neutrophils. Methods in Molecular Biology. 844, 115-124 (2012).
  29. Richardson, M. P., Ayliffe, M. J., Helbert, M., Davies, E. G. A simple flow cytometry assay using dihydrorhodamine for the measurement of the neutrophil respiratory burst in whole blood: comparison with the quantitative nitrobluetetrazolium test. Journal of Immunological Methods. 219 (1-2), 187-193 (1998).
  30. Jancinová, V., et al. The combined luminol/isoluminol chemiluminescence method for differentiating between extracellular and intracellular oxidant production by neutrophils. Redox Report. 11 (3), 110-116 (2006).
  31. Nosál, R., et al. Pharmacological intervention with oxidative burst in human neutrophils. Interdisciplinary Toxicology. 10 (2), 56-60 (2017).
  32. Mol, S., et al. Efficient neutrophil activation requires two simultaneous activating stimuli. International Journal of Molecular Sciences. 22 (18), 10106 (2021).
  33. Schneider, L., et al. Flow cytometry evaluation of CD14/CD16 monocyte subpopulations in systemic sclerosis patients: a cross sectional controlled study. Advances in Rheumatology. 61 (1), 27 (2021).
  34. Akin, E., Pelen, N. N., Tiryaki, I. U., Yalcin, F. Parameter identification for gompertz and logistic dynamic equations. PLoS One. 15 (4), e0230582 (2020).
  35. Guy, J. B., et al. Evaluation of the cell invasion and migration process: A comparison of the video microscope-based scratch wound assay and the boyden chamber assay. Journal of Visualized Experiments. (129), e56337 (2017).
  36. Brinkmann, V., et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 303 (5663), 1532-1535 (2004).
  37. de Bont, C. M., Koopman, W. J. H., Boelens, W. C., Pruijn, G. J. M. Stimulus-dependent chromatin dynamics, citrullination, calcium signalling and ROS production during NET formation. Biochimica et Biophysica Acta. Molecular Cell Research. 1865, 1621-1629 (2018).
  38. Masuda, S., et al. Measurement of NET formation in vitro and in vivo by flow cytometry. Cytometry Part A. 91 (8), 822-829 (2017).
  39. Zharkova, O., et al. A flow cytometry-based assay for high-throughput detection and quantification of neutrophil extracellular traps in mixed cell populations. Cytometry Part A. 95 (3), 268-278 (2019).
  40. Hosseinnejad, A., et al. DNase I functional microgels for neutrophil extracellular trap disruption. Biomaterials Science. 10 (1), 85-99 (2022).
  41. Chrysanthopoulou, A., et al. Neutrophil extracellular traps promote differentiation and function of fibroblasts. The Journal of Pathology. 233 (3), 294-307 (2014).
  42. Tong, M., Abrahams, V. M. Visualization and quantification of neutrophil extracellular traps. Methods in Molecular Biology. 2255, 87-95 (2021).
  43. Santana, C. J. C., et al. Biological properties of a novel multifunctional host defense peptide from the skin secretion of the chaco tree frog, boana raniceps. Biomolecules. 10 (5), 790 (2020).
  44. Murphy, M. P., et al. Guidelines for measuring reactive oxygen species and oxidative damage in cells and in vivo. Nature Metabolism. 4 (6), 651-662 (2022).
  45. Boero, E., et al. Use of flow cytometry to evaluate phagocytosis of staphylococcus aureus by human neutrophils. Frontiers in Immunology. 12, 635825 (2021).
  46. Karsten, C. B., et al. A versatile high-throughput assay to characterize antibody-mediated neutrophil phagocytosis. Journal of Immunological Methods. 471, 46-56 (2019).
  47. Smirnov, A., Solga, M. D., Lannigan, J., Criss, A. K. Using imaging flow cytometry to quantify neutrophil phagocytosis. Methods in Molecular Biology. 2087, 127-140 (2020).
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Citar este artigo
Souza Luz, I., Takaya, R., Gonzaga Ribeiro, D., Sales Silva, N., Fontes, L., Castro, M. S., Fontes, W. A Set of Screening Techniques for a Quick Overview of the Neutrophil Function. J. Vis. Exp. (204), e65329, doi:10.3791/65329 (2024).

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