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Neuroscience

免疫組織学的な感覚ニューロンの樹状突起における微小管の標識、気管、との筋肉ショウジョウバエ幼虫の体壁

Published: November 10, 2011
doi:
10.3791/3662
, ,
1Disease Mechanism Research Core,RIKEN Brain Science Institute, 2Graduate School of Science and Engineering,Saitama University

Summary

このようなニューロンの樹状突起のような複雑な細胞の形状は、開発中に達成されるかを理解するために、それは正確にアッセイの微小管の組織にできることが重要です。ここでは、樹状突起分枝のニューロン感覚樹状突起の微小管の組織、気管、筋肉を調べるために堅牢な免疫標識法を説明し、他の<em>ショウジョウバエ</em>幼虫の体壁の組織。

Abstract

複雑なセル形状の違いが達成されるかを理解するために、それは正確に微小管の組織に従うことが重要です。 ショウジョウバエ幼虫の体壁は、細胞や組織の形態形成を研究するモデルであるいくつかの細胞型を含んでいます。例えば、気管はチューブの形態形成1、 ショウジョウバエの幼虫の感覚ニューロンは、一般の解明と樹状突起分化2-5と変性6のニューロンクラス特有のメカニズムを、プライマリシステムとなっている樹状分枝（DA）を調べるために使用されます。 。

樹状突起の枝の形状は、ニューロンのクラス間、そしてさらに、単一ニューロン7,8の異なるブランチ間で著しく異なることがあります。 DAニューロンにおける遺伝学的研究では、差動細胞骨格の組織が ​​樹枝形状4,9-11の形態学的相違の根底にあることを示唆している。我々は、堅牢な免疫標識法を提供するDA感覚ニューロン樹状突起（図1、2、動画1） の in vivo微小管の組織で SSAY。このプロトコルは、最初の幼虫の解剖と免疫染色、アクティブな感覚ニューロンの樹状突起の伸長と分岐組織は12,13を発生している段階を示しています。

感覚ニューロンを染色することに加えて、この方法では、堅牢な筋肉の微小管の組織のラベリング（作品2本、3）、気管（図3、ムービー3）、およびその他の体壁の組織を実現しています。それは、メカニズムをコントロールする組織および細胞の形状を調査するときに体壁のin situで微小管の組織を分析することを希望する研究者のために貴重です。

Protocol

1。試薬の調製 開始前の注意：解剖と免疫組織化学的染色は、磁気チャンバー内で実施され、幼虫は、特殊形状の昆虫ピンを使用して釘付けされる。磁気室の建設、及びこれらのピンの準備手順の詳細については、関連する参照14,15に記載されています。簡単に言うと、1x1cmの正方形の穴が磁気シートと小さなチャンバーを作るために、シートの背面に…

Discussion

理解するために複雑な細胞の形状が達成される方法、それは正確にアッセイの微小管の組織にできることが重要です。ここでは、樹状突起分枝のニューロン感覚樹状突起のアッセイの微小管の組織に強固な免疫標識法を説明します。感覚ニューロンを染色に加えて、この方法では気管、筋肉や他の体壁組織の強固な免疫組織染色を実現しています。

我々は、DAニューロン…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我々は、資金調達のために理研に感謝。 P10 – Gal4のはアランヴィンセント（大学ポールサバティエ、トゥールーズ、フランス）の一種の贈り物だった。

Materials

Name of the reagent Company Catalogue
number		 Comments
(optional)
Forceps Dumont 11251-20  
Microscissors FST 15000-08  
Mouse anti-α-tubulin (Clone: DM1A) Sigma T9026 Dilution 1/1000
Mouse anti-Futsch (Clone: 22C10),
supernatant		 Developmental
Studies
Hybridoma Bank		 22C10 Dilution 1/1000
Rat anti-CD8 (Clone: 5H10) Caltag MCD0800 Dilution 1/1000
Alexa Fluor 488 anti-mouse IgG Invitrogen A-11001 Dilution 1/500
Cy3 anti-Rat IgG Jackson Immunoresearch 712-166-150 Dilution 1/200
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References

  1. Schottenfeld, J., Song, Y., Ghabrial, A. S. Tube continued: morphogenesis of the Drosophila tracheal system. Curr. Opin. Cell. Biol. 22, 633-639 (2010).
  2. Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
  3. Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
  4. Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell. Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
  5. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  6. Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington’s Disease-Like Model. J. Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
  7. Ramon y Cajal, S. . Histology of the nervous system of man and vertebrates, 1995 translation. , (1911).
  8. London, M., Hausser, M. Dendritic computation. Annu. Rev. Neurosci. 28, 503-532 (2005).
  9. Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
  10. Li, W., Gao, F. B. Actin filament-stabilizing protein tropomyosin regulates the size of dendritic fields. J. Neurosci. 23, 6171-6175 (2003).
  11. Ye, B. Differential regulation of dendritic and axonal development by the novel Kruppel-like factor Dar1. J. Neurosci. 31, 3309-3319 (2011).
  12. Parrish, J. Z., Xu, P., Kim, C. C., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The microRNA bantam functions in epithelial cells to regulate scaling growth of dendrite arbors in drosophila sensory neurons. Neuron. 63, 788-802 (2009).
  13. Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J. Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  14. Budnik, V., Gorczyca, M., Prokop, A. Selected methods for the anatomical study of Drosophila embryonic and larval neuromuscular junctions. Int. Rev. Neurobiol. 75, 323-365 (2006).
  15. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila Protocols. , (2000).
  16. Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural. Dev. 4, 37-37 (2009).
  17. Colomb, S., Joly, W., Bonneaud, N., Maschat, F. A concerted action of Engrailed and Gooseberry-Neuro in neuroblast 6-4 is triggering the formation of embryonic posterior commissure bundles. PLoS One. 3, 2197-2197 (2008).
  18. Dubois, L. Collier transcription in a single Drosophila muscle lineage: the combinatorial control of muscle identity. Development. 134, 4347-4355 (2007).
  19. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
  20. Hummel, T., Krukkert, K., Roos, J., Davis, G., Klambt, C. Drosophila Futsch/22C10 is a MAP1B-like protein required for dendritic and axonal development. Neuron. 26, 357-370 (2000).
  21. Zipursky, S. L., Venkatesh, T. R., Teplow, D. B., Benzer, S. Neuronal development in the Drosophila retina: monoclonal antibodies as molecular probes. Cell. 36, 15-26 (1984).
  22. Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. (25), e1108-e1108 (2009).
  23. Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111-e3111 (2011).
  24. Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Dissection. J. Vis. Exp. (24), e1107-e1107 (2009).
  25. Tao, J., Rolls, M. M. Dendrites have a rapid program of injury-induced degeneration that is molecularly distinct from developmental pruning. J. Neurosci. 31, 5398-5405 (2011).
  26. Yamamoto, M., Ueda, R., Takahashi, K., Saigo, K., Uemura, T. Control of axonal sprouting and dendrite branching by the Nrg-Ank complex at the neuron-glia interface. Curr. Biol. 16, 1678-1683 (2006).
  27. Mattie, F. J. Directed microtubule growth, +TIPs, and kinesin-2 are required for uniform microtubule polarity in dendrites. Curr. Biol. 20, 2169-2177 (2010).
  28. Pawson, C., Eaton, B. A., Davis, G. W. Formin-dependent synaptic growth: evidence that Dlar signals via Diaphanous to modulate synaptic actin and dynamic pioneer microtubules. J. Neurosci. 28, 11111-11123 (2008).
  29. Williams, D. W., Tyrer, M., Shepherd, D. Tau and tau reporters disrupt central projections of sensory neurons in Drosophila. J. Comp. Neurol. 428, 630-640 (2000).

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Immunohistological LabelingMicrotubulesSensory Neuron DendritesTracheaeMusclesDrosophila Larva Body WallCell ShapesMicrotubule OrganizationTube MorphogenesisDendritic ArborizationNeuron-class-specific MechanismsDendritic DifferentiationDegenerationCytoskeletal OrganizationImmunological Labeling MethodIn Vivo Microtubule OrganizationFirst Instar LarvaSensory Neuron Dendrite OutgrowthBranching OrganizationMuscles LabelingTrachea Labeling
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Yalgin, C., Karim, M. R., Moore, A. W. Immunohistological Labeling of Microtubules in Sensory Neuron Dendrites, Tracheae, and Muscles in the Drosophila Larva Body Wall. J. Vis. Exp. (57), e3662, doi:10.3791/3662 (2011).
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