Summary

Селективный розыска слуховых волокон в Птичий Эмбриональные Vestibulocochlear нервов

Published: March 18, 2013
doi:

Summary

Здесь мы опишем технику микродиссекции последующим флуоресцентным красителем инъекции в акустическом ганглий рано куриных эмбрионов для селективного отслеживания слуховых волокон аксонов в нервной и заднего мозга.

Abstract

Эмбриональных птенец широко используется модель для изучения периферической и центральной проекции ганглиозных клеток. В слуховая система, избирательное маркировки слуховой аксонов в VIII в черепных нервов будет способствовать изучению центральной развитие цепи слуховых. Этот подход является сложной задачей, так как несколько органов чувств, внутреннего уха вклад в нерв VIII-1. Кроме того, маркеры, которые надежно различать слуховые по сравнению с вестибулярным группы аксонов в птичьем нерв VIII в до сих пор не определены. Слуховые и вестибулярные пути не могут быть выделены функционально ранних эмбрионов, как сенсорно-вызванных ответов нет до схемы формируются. Централизованное проектирование VIII в аксонов нерва были прослежены в некоторых исследованиях, но и слуховые аксона маркировки сопровождается маркировки с другими компонентами нерв VIII в 2,3. Здесь мы опишем метод трассировки антероградной от акустического ганглий выборочно Лабел слуховой аксонов в развивающихся VIII в нерв. Во-первых, после частичного рассечения передней головной область 8-дневного куриного эмбриона кислородом погружен в искусственную спинномозговой жидкости, канал улитки определяется анатомические ориентиры. Далее, тонкой стеклянной пипетки вытащил позиционируется придать небольшое количество родамина декстрана аминов в канал и прилегающие глубокие области, где акустические ганглиозных клеток находятся. В течение тридцати минут после инъекции, слуховые аксонов прослеживается централизованно в заднем мозге и в дальнейшем могут быть визуализированы после гистологического препарата. Этот метод представляет собой полезный инструмент для развития исследований периферию центрального формирования цепи слуховых.

Protocol

1. Подготовьте следующие инструменты Dissection и реагенты Искусственные цереброспинальной жидкости (ACSF, 130 мМ NaCl, 3 мМ KCl, 1,2 мМ KH 2 PO 4, 20 мМ NaHCO 3, 3 мМ HEPES, 10 мМ глюкозы, 2 мМ CaCl 2, 1,3 мМ MgSO 4) непрерывно переплетаются с 95% O 2/5% CO 2 при комнатной температуре. ?…

Representative Results

Компоненты нервов VIII-и анатомии нервной себя сложные и запутанные (рис. 1, 3). По выборочно отслеживания волокна, связанные с акустическими ганглиозных клеток, сегменты нервов VIII-, а также первичных афферентов слуховых в стволе головного мозга может быть чисто прослеживается и о…

Discussion

Исследования раннего развития нервной VIII-были ограничены в части из-за трудностей в определении эмбриональных аксонов, вытекающие из нескольких различных ганглиях. Несколько исследований исследовали молекулярные сигналы руководящих слуховой и вестибулярной сенсорных клеток и судь…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы поблагодарить д-р Се Candace для предложений и помощи методов визуализации и д-р Дорис Wu для экспертизы на куриных внутренней анатомии уха во время раннего эмбриогенеза. Эта работа была поддержана NSF IOS-0642346, NIH T32-DC010775, NIH T32-GM008620, NIH R01-DC010796, и DOE GAANN P200A120165.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Polystyrene Weigh Dish Fisher Scientific 02-202-101
Petri Dish, 35 X 10 mm Fisher Scientific 50820644 Use to make silicone dissection dish
Sylgard Silicone Elastomer Kit World Precision Instruments SYLG184 Coat Petri to make dissection dish
Dissection Pins Various Holds embryo in place during dissection
NaCL Various part of aCSF recipe
KCl Various part of aCSF recipe
KH2PO4 Various part of aCSF recipe
NaHCO3 Various part of aCSF recipe
Glucose Various part of aCSF recipe
CaCl2 Various part of aCSF recipe
MgSO4 Various part of aCSF recipe
Container for aCSF. Suggest translucent wide-mouth Nalgene jar, 500 ml (16 oz) with lid. CPLabSafety QP-PLC-03717 Drill hole opening in top of lid for glass bubling stem to penetrate liquid
Empty 5 ml glass vial or comparable transparent vial American Pharmaceutical Partners, Inc 6332300105 Use during aCSF incubation to keep samples separate from each other and from the bubbling stream
Tank of carbogen (95%O2 / 5%CO2) connected by tubing to bubbler Various Attach by tubing to glass stem bubbler for infusion into aCSF
Glass stem bubbler Various To infuse carbogen into aCSF
Curved-tip forceps World Precision Instruments 501008 To remove embryo head from egg
Two fine-tip forceps World Precision Instruments 501985 For micro-dissection
50 ml Beaker various
Rhodamine Dextran Amine (RDA) Invitrogen various Fluorescent axon tracer
Triton X-100 ICN Biomedicals
Phosphate Buffered Saline, (1X PBS) Various Standard lab reagent
Thin Wall Glass Capillaries, 1.2 OD, .9 ID 4″ (100 mm) length World Precision Instruments TW120F-4 Load with RDA. Each capillary makes two glass micropipettes
Needle / Pipette puller David Kopf Instruments Model 720 Settings used: Heat 16.4, Solenoid 2.2
Picospritzer Parker Instrumentation various Attach by fine tubing to glass micropipette
Micromanipulator Narishige various
Dissection microscope with fluorescence Various
4% Paraformaldehyde Various Standard lab reagent
anti-Neurofilament antibody, optional Millipore AB1991 Follow histological protocol recommended by manufacturer
Cryostat and associated materials for sectioning Leica various
Epifluorescent microscope for imaging Zeiss, various

References

  1. Groves, A. K., Fekete, D. M. Shaping sound in space: the regulation of inner ear patterning. Development. 139, 245-257 (2012).
  2. Pflieger, J. F., Cabana, T. The vestibular primary afferents and the vestibulospinal projections in the developing and adult opossum, Monodelphis domestica. Anatomy and Embryology. 194, 75-88 (1996).
  3. Molea, D., Rubel, E. W. Timing and topography of nucleus magnocellularis innervation by the cochlear ganglion. The Journal of Comparative Neurology. 466, 577-591 (2003).
  4. Bissonnette, J. P., Fekete, D. M. Standard atlas of the gross anatomy of the developing inner ear of the chicken. The Journal of Comparative Neurology. 368, 620-630 (1996).
  5. Brigande, J. V., Kiernan, A. E., Gao, X., Iten, L. E., Fekete, D. M. Molecular genetics of pattern formation in the inner ear: do compartment boundaries play a role. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 11700-11706 (1073).
  6. Bellairs, R., Osmond, M. . The atlas of chick development. , (2005).
  7. Manley, G. A., Haeseler, C., Brix, J. Innervation patterns and spontaneous activity of afferent fibres to the lagenar macula and apical basilar papilla of the chick’s cochlea. Hearing Research. 56, 211-226 (1991).
  8. Code, R. A. Efferent neurons to the macular lagena in the embryonic chick. Hearing Research. 82, 26-30 (1995).
  9. Maklad, A., Fritzsch, B. Development of vestibular afferent projections into the hindbrain and their central targets. Brain Research Bulletin. 60, 497-510 (2003).
  10. Rubel, E. W., Fritzsch, B. Auditory system development: primary auditory neurons and their targets. Annual Review of Neuroscience. 25, 51-101 (2002).
  11. Satoh, T., Fekete, D. M. Lineage analysis of inner ear cells using genomic tags for clonal identification. Methods Mol. Biol. 493, 47-63 (2009).
  12. Bok, J., Chang, W., Wu, D. K. Patterning and morphogenesis of the vertebrate inner ear. The International Journal of Developmental Biology. 51, 521-533 (2007).
  13. Appler, J. M., Goodrich, L. V. Connecting the ear to the brain: Molecular mechanisms of auditory circuit assembly. Progress in Neurobiology. 93, 488-508 (2011).
  14. Bulankina, A. V., Moser, T. Neural circuit development in the mammalian cochlea. Physiology (Bethesda). 27, 100-112 (2012).
  15. Fekete, D. M., Campero, A. M. Axon guidance in the inner ear. The International Journal of Developmental Biology. 51, 549-556 (2007).
  16. Momose-Sato, Y., Glover, J. C., Sato, K. Development of functional synaptic connections in the auditory system visualized with optical recording: afferent-evoked activity is present from early stages. Journal of Neurophysiology. 96, 1949-1962 (2006).
  17. Marrs, G. S., Spirou, G. A. Embryonic assembly of auditory circuits: spiral ganglion and brainstem. The Journal of Physiology. 590, 2391-2408 (2012).
  18. Milo, M., et al. Genomic analysis of the function of the transcription factor gata3 during development of the mammalian inner ear. PloS One. 4, e7144 (2009).
  19. Fritzsch, B., Eberl, D. F., Beisel, K. W. The role of bHLH genes in ear development and evolution: revisiting a 10-year-old hypothesis. Cellular and Molecular Life Sciences : CMLS. 67, 3089-3099 (2010).
  20. Jahan, I., Kersigo, J., Pan, N., Fritzsch, B. Neurod1 regulates survival and formation of connections in mouse ear and brain. Cell and Tissue Research. 341, 95-110 (2010).
  21. Huang, E. J., et al. Brn3a is a transcriptional regulator of soma size, target field innervation and axon pathfinding of inner ear sensory neurons. Development. 128, 2421-2432 (2001).
  22. Jones, J. M., Warchol, M. E. Expression of the Gata3 transcription factor in the acoustic ganglion of the developing avian inner ear. The Journal of Comparative Neurology. 516, 507-518 (2009).
  23. Lu, C. C., Appler, J. M., Houseman, E. A., Goodrich, L. V. Developmental profiling of spiral ganglion neurons reveals insights into auditory circuit assembly. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 10903-10918 (2011).

Play Video

Cite This Article
Allen-Sharpley, M. R., Tjia, M., Cramer, K. S. Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve. J. Vis. Exp. (73), e50305, doi:10.3791/50305 (2013).

View Video