Summary

마우스 폐 내피 표면 층의 생체 측정

Published: February 22, 2013
doi:

Summary

내피 내피 / glycocalyx 표면 층은 이상적인 intravital 현미경을 사용하여 공부하고 있습니다. Intravital 현미경은 기술적 같은 폐 등 움직이는 장기에 도전하고 있습니다. 우리는 동시 brightfield 및 형광 현미경은 자유롭게 – 이동에 내피 표면 층의 두께를 추정하는 데 사용할 수 있습니다 방법을 보여줍니다<em> 생체 내</em> 마우스 폐.

Abstract

내피 glycocalyx은 혈관 내강을 늘어서 proteoglycans 및 관련 glycosaminoglycans의 층이다. 생체에서 glycocalyx은 내피 기능의 유지에 기여 상당한 내피 표면 층 (ESL)을 형성, 매우 충분한 것입니다. 내피 glycocalyx가 자주 체외에서 탈선 및 표준 조직 고정 방법 중에 손실 된 바와 같이, ESL의 연구는 intravital 현미경의 사용이 필요합니다. 폐포 microvasculature의 가장 대략적인 복잡한 생리에, 폐 intravital 영상은 이상적으로 자유롭게 움직이는 폐에 수행됩니다. 이러한 준비는하지만, 일반적으로 광범위한 운동의 유물로 고통 받고 있습니다. 우리는 자유롭게 움직이는 마우스 폐의 폐 가슴 intravital 현미경은 내피 표면에서 휘황 – 라벨 고분자 체중 dextrans의 ESL 제외 통해 glycocalyx 무결성을 측정하는 데 사용할 수있는 방법을 보여줍니다. 필요이 아닌 복구 수술 기법,동시 brightfield와 마우스 폐의 형광 이미징은 혼란 폐 부상을 일으킬 증거도없이 subpleural microvasculature의 길이 방향 관찰 할 수 있습니다.

Introduction

내피 glycocalyx은 혈관 intima 릴 proteoglycans 및 관련 glycosaminoglycans의 세포 층입니다. 생체에서 glycocalyx는 호중구 – 내피 유체 투과성 1 등의 내피 기능의 다양한 규제 상당한 내피 표면 층 (ESL)을 형성, 높은 수화입니다 접착 2, 유체 전단 응력의 ​​3 mechanotransduction.

역사적으로, glycocalyx 인해 표준 조직 고정 및 처리 6시 배양 세포 준비 4, 5 및 저하에서의 aberrance에 무시받는되었습니다. 증가 사용 intravital 현미경의 7 (생체 현미경에 IVM) 건강과 질병 중 혈관 기능에 ESL의 중요성에 상승 과학적 관심과 일치하고 있습니다. ESL은 빛 현미경에 보이지 않는과 쉽게 표시 할 수 없습니다적혈구 응집 8 치명적인 폐 emboli (게시되지 않은 관찰)을 일으킬 수있는 형광 glycocalyx 바인딩 lectins의 성향에 주어진 생체. 여러 간접적 인 방법 따라서 예를 cremasteric과 창 자간 막 microcirculations 같은 비 이동 혈관 침대에서 ESL 두께 (및, 확장하여, glycocalyx 무결성)을 추론하기 위해 개발되었습니다. 이 기술은 내피 표면에서 내피 막 (microparticle 이미지 velocimetry 9)뿐만 아니라 부피가 큰, 휘황 – 라벨 혈관 마커 (예 : dextrans)의 배제의 측정에서 거리의 함수로 microparticle 속도를 순환의 차이의 측정을 포함 (dextran 제외 기술 10, 11). 이러한 기술 중 단 dextran 제외 시간에 하나의 시점에서 만들어진 측정에서 ESL의 두께를 추정 할 수 있습니다. 동시에에 brightfield 현미경 (폭을 사용하여 혈관 폭을 측정하여"눈에 보이지 않는"ESL)과 ESL에서 제외 혈관 추적의 형광 현미경의 clusive, ESL 두께는 혈관 폭 2 ~ 한 반 차이로 계산 될 수있다.

ESL 두께의 순간 측정의 사용은 폐 glycocalyx 연구에 적합합니다. 폐의 Intravital 현미경은 크게 폐와 심장 모션 아티팩트 주어진 도전입니다. 최근 진보 생체 12, 13에 마우스 폐의 고정을 허용하지만, 문제는 폐 정지 physiologic 미치는 영향에 관한 존재합니다. 폐 부동는 14 신호 감소 내피 질소 산화물, 호중구 부착 15 폐 부상 16에 모두 영향을 신호 경로와 연결되어 있습니다. 또한,의 고전 physiologic 개념에 따라 폐 유해한 전단 세력 ( "atelectrauma"소위)에 모바일 폐포를 둘러싼 노출의 지역의 고정,폐포 상호 의존성 17.

2008 년 Arata 타 부치, 볼프강 Kuebler와 동료는 자유롭게 움직이는 마우스 폐 18 intravital 현미경을 허용하는 수술 기술을 개발했다. 이 기법에서 발생하는 호흡기 유물은 brightfield과 형광 현미경의 동시 측정 등의 고속 이미지의 사용에 의해 무효가 될 수 있습니다. 순간 dextran 제외 이미징은 생체에서 자유롭게 움직이는 마우스 폐의 subpleural microcirculation에서 ESL의 두께를 측정하는 고용 할 수있는 방법을이 보고서에서, 우리는 자세히 설명합니다. 이 기술은 쉽게 함수 구체적으로 glycocalyx를 결정하기 위해 내피 표면에서 요소를 순환 제외 할 수 ESL 그대로의 능력을 수정할 수 있습니다. 우리는 최근에는 패혈증이 같은 전신 염증 질환 중 급성 폐 손상의 발전에 폐 ESL 무결성의 중요성을 결정하기 위해 이러한 기술을 사용했습니다.

Protocol

1. 외과 배관, 혈관 카테터, 가슴 벽 창의 작성 Intravital 현미경 단계. 우리는 anesthetized 마우스가 현미경 동안 자리 잡고있는시 플렉시 글라스 단계를 주문했습니다. 이 단계는 10cm 유연한 플라스틱 가공 보드 (마우스를 마취의 유도, tracheostomy 배치, 및 정맥 catheterization 동안 자리 잡고있는시)뿐만 아니라 유사한 크기의 가열 요소 (도마 아래에있는)에 의해 15cm를 모두 수용 할 수…

Representative Results

단계 1-6에 설명 된 실험 방법은 동시 DIC (brightfield) 및 형광 이미지의 여러 프레임 캡처를 할 수 있습니다. ESL 두께를 확인하려면 녹음 이미지는 실험 프로토콜의 완료 후에 눈을 멀게 관찰자에 의해 검토됩니다. 포커스에 프레임이, subpleural microvessels가 (<20 μm 직경) 식별을 사용하여, 최소 3 microvessels는 일반적으로 하나의 프레임 (그림 10)에서 찾을 수 있습니다. 이미지 분석 소프트?…

Discussion

생체 현미경에서의 확장 사용과 일치, ESL의 상당한 크기뿐만 아니라 혈관 기능에 수많은 공헌을 모두 증가 감사가 있습니다. 이 새로운 데이터는하지만, 주로 전신 vasculature의 연구에서 파생됩니다. 사실, 폐에 생체 현미경의 사용 기술적으로 주어진 중요한 폐와 심장 모션 유물은, 도전하고 있습니다.

여러 최근의 기술 진보는 폐 microcirculation 12, 13에 int…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리는 Drs 감사드립니다. Arata 타 부치와 intravital 현미경에 관한 교육을위한 볼프강 Kuebler (토론토 대학). 우리는 현미경 설계 및 구현에 도움을 앤드류 케이힐 (니콘 인스트루먼트)을 감사드립니다. 이 작품은 NIH / NHLBI 보조금 P30 HL101295와 K08 HL105538 (EPS로)에 의해 재정 지원되었다.

Materials

Name of Reagent
FITC-dextran (150 kDa) Sigma FD150S
TRITC-dextran (150 kDa) Sigma T1287
Streptavidin-coated fluorescent microspheres Bangs Laboratories CP01F/10428 Dragon Green fluorescence (similar to FITC)
Ketamine Moore Medical
Xylazine Moore Medical
Anti-ICAM-1 biotinylated antibody eBioscience Clone YN1/1.7.4 1:50 dilution
Isotype biotinylated antibody eBioscience IgG2b eB149/10H5 1:50 dilution
EQUIPMENT
Mechanical ventilator Harvard Apparatus Inspira
Tracheostomy catheter Harvard Apparatus 730028
Electrocautery apparatus DRE Medical Valleylab SSE-2L
Bipolar cautery forceps Olsen Medical 10-1200I 9.9cm McPherson
Temperature control system World Precision Instruments ATC1000
Syringe pump Harvard Apparatus Pump 11 Elite
Microscope (widefield) Nikon LV-150
Microscope (confocal) Nikon A1R
Image splitter Photometrics DV2
CCD camera Photometrics CoolSNAP HQ2
Image processing software Nikon NIS Elements
Polyvinylidene membrane Kure Wrap
Circular cover slip Bellco 5CIR-1-BEL 5 mm, #1 thickness
Glue (cover slip to membrane) Pattex Flussig (liquid) For affixing cover slip to membrane
Glue (cover slip to mouse) Pattex Gel For attaching membrane to mouse
Surgical tubing Intramedic PE50, PE10
Suture Fisher 4:0 silk
Electric razor Oster 78997
Curved surgical forceps Roboz
Straight surgical forceps Roboz
Surgical scissors Roboz
Surgical microscissors Roboz
Surgical needle driver Roboz
Surgical tape Fisher
Kitchen sponges (cut into wedges) various

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Cite This Article
Yang, Y., Yang, G., Schmidt, E. P. In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer. J. Vis. Exp. (72), e50322, doi:10.3791/50322 (2013).

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