Summary
血管化复合Allotransplantations(VCA)已成为临床现实。然而,VCA的广泛临床应用是由慢性多药免疫抑制的限制。作者提出一个可靠和可重复的大动物模型来翻译新型免疫调节策略,可以最大限度地减少或消除潜在的免疫抑制的VCA的需要。
Abstract
血管化复合同种异体移植(VCA),如手和脸移植手术代表了复杂的骨骼肌肉创伤和破坏性的组织损失一个可行的治疗选择。尽管有利和非常令人鼓舞的初,中级实用成果,甩一个VCA的高免疫原性的皮肤组件和慢性多药免疫抑制的潜在不利影响的继续妨碍VCA的广泛临床应用。因此,研究这本小说领域需要关注与VCA独特的免疫功能翻译研究和制定免疫调节和免疫耐受诱导下的VCA,而不需要长期免疫抑制的新型免疫调节策略。
本文介绍一个可靠和可重复的平移大型动物VCA的是被包括在MHC定义的猪后腿异位异体肢体移植的骨肌皮瓣模型。 BRIEFLY,良好的血管化皮桨确定了利用近红外激光血管造影大腿前内侧区。底层肌肉,膝关节,股骨远端和胫骨近端的收获上的股骨血管蒂。这种移植可以认为既是一个VCA和血管骨髓移植以其独特的免疫特权功能。移植物移植到腹部皮下口袋受体动物用形象化的背外侧区的免疫监测皮肤组件。
三种手术团队在充分协调的方式同时工作,以减少麻醉和缺血时间,从而提高了这种模式的效率,并减少实验协议潜在的混杂因素。该模型作为基础,为旨在减少和可能省去在VCA慢性多药物的免疫抑制将来的治疗策略。
Introduction
血管化复合同种异体移植(VCA),如手和脸移植手术是目前临床的现实与世界各地12进行了大量的手和脸移植手术。尽管早期和中间结果是有利的,高度鼓励2,慢性免疫抑制多药的要求继续限制了它的广泛临床应用。在VCA的小鼠模型,包括超显微吻合和nonsuture袖口13技术的进步,3铺平了道路,以更好地了解在VCA同种免疫反应。免疫调节无数的协议已经提出了基于我们更好地了解VCA免疫机制的临床应用,但他们需要在一个大动物模型,这将是合理预测其在人体中7的性能进行验证。基于人类和猪的器官系统之间的生理和免疫学的相似9犬和非人灵长类动物模型1。
本文提供了在我们的MHC定义的猪异位后肢移植模型,它作为基础,为我们的目的是诱导免疫耐受的VCA,从而扩大其临床应用当前和未来的免疫策略所使用的方法的详细介绍。我们利用育成纯合性在猪白细胞抗原位点专门为他们在移植相关研究11利用良好的特点近交系猪。我们提出基于股血管血管化骨肌皮瓣。皮瓣包含完整的血管骨髓在股骨远端和胫骨近端。前内侧大腿皮肤也被包括在接枝和被形象化到受体动物的免疫监视的最免疫原性组分邻背外侧方面F中的VCA。背外侧的定位有利于临床检查在站立和坐姿,并保持移植皮肤比较干净。
Ustener 等人介绍了VCA的第一个大型动物平移模型通过移植前肢桡骨肌皮瓣远交农场的猪只15之一。该小组利用这个模型来演示首次急性排斥反应的VCA其中包括高度免疫原性的皮肤组件可以被延迟,并与临床相关的治疗策略无显著药物特有的并发症和副作用。在这项研究中获得有利的结果随后内置在设计药物疗法为人类移植重建一个基本步骤。虽然这些早期的猪VCA模型是非常适合开发的协议,以防止排斥反应的皮肤,肌肉,骨骼,神经和它们缺乏专门的结构,例如关节cartilag船只e和关节滑膜。后续工作的重点包括数字内侧的动物,因此有必要全长铸安置,以防止移植物移位14。虽然适当的调查拒绝肢体移植的所有主要组件,这种模式的主要限制之一是由于铸造安置移植后卧床困难。因此,异位猪异体肢体移植模型,包括胫骨,腓骨,膝关节,股骨下端,周围的肌肉和皮肤桨,创建了到主要研究VCA的免疫学方面的同时,允许动物自由术后用最少morbidit 8走动。
的良好表征的SLA定义的近交系猪通过戴维H萨克斯博士的开创性工作的发展带动了平移VCA研究的新时代。利用异位后肢移植模型中一个小的抗原不匹配的设置,垫HES 等 10证实肌肉骨骼成分的无限期生存与环孢素治疗的短期课程。皮肤组件生存,但是,只有当相比,没有任何治疗的控制延长。移植物的皮肤成分的损失归因于一种分离和高度有力的免疫应答,特别是在表皮。同样,使用完全不匹配的猪T细胞耗竭,环孢素和诱导耐受只有肌肉骨骼成分与皮肤成分的细胞因子动员的供者外周血单核细胞中的短期课程仍然拒绝5。这种现象,被称为“分裂宽容”,带来了VCA研究模式的转变与更加注重高免疫原性的皮肤组件,这也是广大迄今为止已进行重建移植的一个组成部分上。
在这个修改后的模型,我们利用端 - 端吻合者ligatin克收件人股动脉并旋转它头侧( 图1)。这不仅降低了局部缺血时通过允许使用常规的连接装置,而且还降低吻合失败的几率。我们并没有观察到以下的股动脉在我们的收件人表明侧支循环是足以提供血管原生腿结扎任何缺血事件。另外,在该改性方法中,外在皮肤组件是基于底层穿支血管动员和被横向定位( 图1)相反,在传统的模型10腹侧腹股沟位置。这使得移植物方便的可视化免疫监视在站立或动物的坐姿。
因此,可靠的和可重现的大型动物模型是必不可少的探讨耐受诱导策略对VCA的皮肤组分和开发新型Noninvasive免疫监视策略,更好地预测移植物存活的。
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Protocol
在这个视频发布,所有动物的程序按照批准的约翰·霍普金斯大学实验动物管理和使用委员会(IACUC)动物的协议进行。
1。术前规划
- 我们利用MHC-MGH定义在我们的翻译研究近交系小型猪(15-20公斤)为异体肢体移植,其中一名男性捐赠者提供了四肢两女受助人( 图1)。手术前,供体和受体动物由兽医进行全面的临床评估。
- 为了尽量减少麻醉和缺血时间,供体和受体的程序是同时出现在三手术台在一个专用的大动物手术室进行。手术团队以及兽医工作人员之间的团队合作和协调是这个程序的整体成功的关键。手术方案与兽医团队在正式会议上讨论1-2周手术的前一天。
- 隧道式中心静脉导管(7神父双腔导管希克曼)被放置在每个收件人动物的外周或颈内静脉移植前的免疫抑制药浓度的监测和免疫和/或免疫调节药物的静脉注射。这些导管放置在直视下通过静脉切下来的技术和隧道后退出高,对背脖子,并使用不可吸收的单丝缝合线和绕颈粘性绷带缠绕固定。
- 饲养动物的NPO(没有固体食物,但被允许水即兴)至少12小时手术前。
- 在手术当天,镇静动物用氯胺酮20 mg / kg和甲苯噻嗪2毫克/公斤的IM。
- 将适当大小的气管插管,并将其连接到麻醉机和呼吸机(保持在异氟醚0.5-3%)
- 放置静脉留置针在耳缘静脉和管理重量的0.9%的生理盐水整个过程。
- 管理先发制人镇痛(丁丙诺啡0.02毫克/千克四)。
- 之前的初始切口捐助国和受援国动物管理预防性抗生素(头孢唑啉20-25毫克/千克四)。
- 使用无菌技术在为受援国和捐助国的所有程序。这包括使用高压消毒或气体消毒器械,口罩,头帽,无菌手术衣和无菌手套。剃切口的区域与剪刀和消毒具有交替的聚维酮碘溶液和酒精。
术中监测:
- 诱导和气管插管后,麻醉维持用氧气吸入混合0.5-3%异氟醚。
- 监测心脏,脉搏血氧饱和度,心电图,呼气末二氧化碳不断直肠温度,并记录每15分钟一班。
- 防止低温与拜尔杂乱暖强制空气毯。
- 将供体动物在手术台上仰卧位,悬垂在无菌的方式。
- 利用近红外激光血管造影,以确定穿支血管的前内侧皮肤。注射吲哚菁绿在约0.06毫克/公斤至末梢血管通路稀释于2-5毫升的生理盐水。大约10秒后,进行近红外录音30秒-2分钟。使用视频从这些记录,以确定穿孔。基于打孔器,标志着皮肤(大约100 平方厘米)的区域进行监控。
- 用手术刀做一个腹股沟皮肤切口在连续性标记为皮肤桨( 图2)。
- 确定股骨血管和远侧分离它们的suprageniculate分支的水平和近侧至腹股沟韧带的水平。
- 剖析皮肤和皮下组织,同时preservin克皮肤桨的面积。缝合皮肤的边缘,下面的肌肉,避免皮瓣收获期间收缩。
- 执行截骨术只是用一个往复锯(电动随身碟,Synthes公司,西切斯特宾夕法尼亚州)睑板上方。
- 划分的肌肉大腿近端使用电。
- 划分股骨在中间轴的血管蒂留下骨肌皮瓣。皮瓣含有皮肤桨,底层大腿肌肉,膝关节,股骨远端和胫骨近端,其中包括完整的血管骨髓以其独特的免疫功能。
- 用骨蜡,以达到止血的骨髓空间。光滑的骨边缘使用ronjeurs在准备收件人。
- 保持灌注其血管蒂,直到收件人的股血管准备( 图3)移植。
- 一旦收件人剥离完成后,结扎捐助股血管的近端尽可能一ND注入移植物与组氨酸 - 色氨酸 - 酮戊二酸(HTK,司托,现代城PA)移植前。
注:供体肢移植的接受者,即左施主肢为右侧的接受者和供体右肢的收件人的左侧)的对侧。 - 用100毫克/千克静脉戊巴比妥钠收获第二后肢后立即安乐死捐助猪。死亡是由每设立协议的兽医人员证实。
4。收件人程序(雌鹿异体肢体移植)
- 最初的捐赠者切口后立即启动收件人诱导和气管插管,让准备接受血管,而捐赠者的肢体正在收获。这消除了不必要的等待时间,并降低了总麻醉时间为捐赠者和接受者。
- 用30°旋转操作侧到异体定位动物仰卧背外侧侧w的风险。
- 使腹股沟切口并暴露股血管;远侧分离它们的suprageniculate分支的水平和近侧至腹股沟韧带的水平。
- 从腹股沟建立皮下囊袋的背外侧腹壁的接枝插块( 图4)。
- 结扎供体血管和冲洗移植与HTK。
- 在一个倒置的方式进行移植插图:有皮桨面对背外侧,以方便免疫监视在站立姿势,面向尾端,让最终到终端的血管吻合而对船舶的任何张力(股血管的断端图5)。
- 如果可以,静脉吻合用血管耦合装置(SYNOVIS,圣保罗MN)(大小2.5-3.5适用于10-20公斤的动物)。当与常规方法相比本显著降低缺血时间。
- 进行动脉anast使用传统的缝合技术用9-0缝线(SYNOVIS,圣保罗明尼苏达州)omoses
- 后血管通畅确认,确保移植的地方用3-0 PDS缝合线( 图5)。移植物的肌肉被缝合到腹壁的肌肉。移植的肌肉不应该被缝合到收件人大腿肌肉,因为它可以是有害的,当在笼子里的动物移动。
- Exteriorize皮肤桨上的背外侧边为免疫监视( 图6),并将其缝合用3-0薇乔皮下缝合线和4-0单丝可吸收间断皮肤缝合线的相邻的皮肤。
- 关闭用3-0薇乔缝合皮下和4-0单丝可吸收皮肤间断缝合腹股沟皮肤层。
- 放置一个50-100微克/小时芬太尼贴剂用于术后镇痛。
- 后肢异体移植后,将动物的钢笔一旦清醒,对自己的呼吸舒适。
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Representative Results
二十四SLA定义的猪异位后肢移植是用我们的技术改良与78分钟(:62-94分钟范围),平均缺血时间进行。移植物插入和背外侧皮肤桨的定位是毫无困难地在所有动物中实现。近红外激光血管造影显示出优异的移植灌注在所有收件人。最初的12静脉吻合均采用传统的缝合技术进行,而最后12静脉吻合均使用血管耦合装置进行。一个动物与传统缝合技术需要再吻合时,静脉血栓后立即过程识别。无并发症的观察与所述联接装置执行任何吻合。收件人动物接受他克莫司单药治疗有或无供者骨髓(BM)输液和共刺激阻断的短疗程(30天)。他克莫司剂量的调整以达到目标水平 10-15毫微克/毫升。病程短只有他克莫司和未经处理的动物作为对照组。共刺激阻断基于免疫调节的协议导致超过6个月存活率移植后。有任何收件人没有证据GVHD的。所有长期存活(超过150天移植后)有可行的血管骨髓安乐死的时候这表明该模型用于研究VCA的骨髓成分( 图7)的独特免疫功能的可靠性。
猪异位后肢移植的图1。示意图。一种骨肌皮瓣是从供体后肢收获并移植到沿收件人的腹壁皮下囊袋中。
图2:骨肌皮瓣的收获:供皮桨穿孔区在大腿前外侧使用激光造影划定骨肌皮瓣的皮肤桨确定。
图3:骨肌皮瓣收获:在其血管蒂移植皮瓣由股骨远端,膝关节,近端胫骨,腓骨,大腿肌肉和皮肤桨的收获上的股骨血管蒂。
图4:收件人程序:C一个腹部皮下口袋的reation。皮下剥离,进行以建立从腹股沟延伸至背外侧腹壁腹壁口袋。
图5:收件人过程:移植物插入及再灌注下微血管吻合 。终端到终端的股骨头血管吻合皮瓣插入后进行。施主肢用于接收者的对侧( 即 ,左供体肢为右侧的收件人和右肢施主为收件人的左侧)。
图6:皮肤成分形象化,以背外侧位置进行免疫监测期间的插图中,翼片被定位在皮肤桨朝向背侧腹壁那里它被缝合到接受者皮肤的方法。这个位置可以方便地监控皮瓣。
图7:代表图像从移植的动物:(一)长期生存者(> 150天),拒绝没有任何临床证据。 (二)长期生存者(> 150天),拒绝没有任何临床证据。同种异体移植物是从与深色皮肤供体获得。这两个(A)和(B)收取共刺激阻断(导CTLA4Ig)基于免疫调节治疗。 (三)阴性对照(短期他克莫司治疗只)与去上皮和先进的排斥,只要他克莫司被撤回(第30天)。
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Discussion
从历史上看,异位后肢移植协议包括一个皮肤桨向腹侧腹壁的外化和船只吻合的端 - 侧的方式(2004 Hettiarachty)。然而,在我们修改的方法,一个倒皮瓣insetting和终端到终端的吻合带给肌肤更桨侧向,从而促进免疫监测动物的站立姿势。腓肠动脉的近红外激光血管造影进一步的鉴定和最大灌注区改善皮肤桨的可靠性。
在我们的改装技术,进行端 - 端吻合股血管之间,以减少相关的微血管吻合技术故障。端 - 端吻合也使我们能够使用血管耦合装置(SYNOVIS圣保罗明尼苏达州)的静脉吻合,从而进一步减少热缺血时间。根据我们的经验,缺血时间更预测能够与使用的连接装置的和自变化缺血时间直接与免疫相关的结果,该变形改善了该模型的可靠性。然而,使用的连接装置的导致额外的材料成本,但仍然被认为是基于该程序的总成本和避免潜在的并发症的成本效益。
我们的异位后肢移植瞬间产生的派生SRY基因定量PCR分析证明男性捐赠者的循环供者来源的骨髓细胞。此外,移植在我们的长期存活者的骨髓成分的可行性采用免疫组化证实。这进一步提高了我们的模型可靠性作为调查工具为血管骨髓,这是肯定的重建移植的一个重要组成部分独特的免疫特权功能。这骨肌皮瓣也包含了膝关节关节与CArtilage和滑膜,并作为一个可靠的模型来评估排斥这些专门的结构。
尽管这种模式似乎是理想的翻译研究调查VCA和它的组件,包括皮肤,肌肉,神经,血管和关节的免疫学方面它仍然不允许的功能结果评估的事实。一旦免疫屏障被克服,进一步的改进和/或附加的翻译模型可以进行调查,旨在改善马达和VCA的感觉功能的治疗策略。
利用该模型,我们的小组表明,高剂量的骨髓细胞输注结合共刺激阻断优化的诱导治疗,减少维护免疫抑制,并无限期地延长移植物存活16。结合骨髓细胞为基础的战略和生物制剂这类有针对性的免疫调节协议可能使几itate免疫耐受,并省去了多重免疫抑制VCA后维持移植物的存活。
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Disclosures
作者宣称,他们有没有竞争的财务权益。
Acknowledgments
我们要感谢他们对这个项目的贡献的下列人员:Kakali萨卡,博士,Joani克里斯滕森,英国BS,凯特Buretta,英国BS,袁力拔头筹,BS,威廉乐豪,医学博士,约翰娜Grahammer,乔治Furtmüller,医学博士,艾琳拉达医学博士穆罕默德·罗汉医师,卡里姆Sarhane医师,萨米Khalifian,英国BS,毛奇,MD和安杰洛勒托巴罗博士,VCA实验室,整形外科,美国约翰霍普金斯大学医学院,詹尼斯陶布,医学博士,马克·菲舍尔,医学博士,皮肤科及病理,美国约翰霍普金斯大学医学院,苏埃勒,微创外科培训中心,约翰霍普金斯大学医学院和程鸿霖医师长庚纪念医院林口,台湾的部门。
资金来源:再生医学的武装部队学院(国防部W81XWH-08-2-0032)
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
REAGENTS | |||
HTK | Custodial | N/A | |
EQUIPMENT | |||
Electric Pen Drive | Synthes, Westchester PA | 05.001.011 | Reciprocating saw |
Vascular Coupling device | Synovis, Newtown PA | 21003B |
References
- Barth, R. N., Rodriguez, E. D., Mundinger, G. S., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11 (7), 1407-1416 (2011).
- Brandacher, G., Gorantla, V. S., Schneeberger, S., et al. Hand/Forearm transplantation using a novel cell-based immunomodulatory protocol-experience with five patients. Am. J. Transplant. 11, 190 (2011).
- Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res. C Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
- Brandacher, G., Lee, W. P.
Hand transplantation. Hand Clin. 27, xiii-xiv (2011). - Hettiaratchy, S., Mendely, E., Randolph, M. A., et al. Tolerance to composite tissue allografts across a major histocompatibility barrier in miniature swine. Transplantation. 27, 514-521 (2004).
- Ibrahim, Z., Busch, J., Awwad, M., et al. Selected physiologic compatibilities and incompatibilities between human and porcine organ systems. Xenotransplantation. 13 (6), 488-499 (2005).
- Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol. Rev. 19, 176-196 (2003).
- Lee, W. P., Rubin, J. P., Cober, S., et al. Use of swine model in transplantation of vascularized skeletal tissue allografts. Transplant Proc. 30, 2743-2745 (1998).
- Mathes, D. W., Hwang, B., Graves, S. S., et al. Tolerance to vascularized composite allografts in canine mixed hematopoietic chimeras. Transplantation. 92 (12), 1301-1308 (2011).
- Mathes, D. W., Randolph, M. A., Solari, M. G., et al. Split tolerance to a composite tissue allotransplant in a swine model. Transplantation. 75 (1), 25-31 (2003).
- Mezrich, J. D., Haller, G. W., Arn, J. S., et al. Histocompatible miniature swine: an inbred largeanimal model. Transplantation. 75 (6), 904-907 (2003).
- Petruzzo, P., Lanzetta, M., Dubernard, J. M., et al. The International Registry on Hand and Composite Tissue Transplantation. Transplantation. 90, 1590-1594 (2010).
- Sucher, R., Lin, C., Zanoun, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, 1374-1380 (2010).
- Ustüner, E. T., Majzob, R. K., Ren, X., et al. Swine composite tissue allotransplant model for preclinical hand transplant studies. Microsurgery. 20, 400-406 (2000).
- Ustüner, E. T., Zdichavsky, M., Ren, X., et al. Long-term composite tissue allograft survival in a porcine model with cyclosporine/mycophenolate mofetil therapy. Transplantation. 661, 581-587 (1998).
- Wachtman, G. S., Wimmers, E. G., Gorantla, V. S., et al. Biologicals and donor bone marrow cells for targeted immunomodulation in vascularized composite allotransplantation: a translational trial in swine. Transplant Proc. 43, 3541-3544 (2011).