Drosophila-Larven sind eine attraktive Modellsystem für Live-Bildgebung aufgrund ihrer schein Kutikula und leistungsfähige Genetik. Dieses Protokoll beschreibt, wie man eine Single-Layer-PDMS-Gerät, genannt die "Larve Chip" für die Live-Darstellung von zellulären Prozessen in Nervenzellen des 3. Larvenstadium Drosophila-Larven nutzen.
Live-Imaging ist eine wichtige Technik zur Untersuchung von zellbiologischen Prozesse, aber das kann in lebenden Tieren schwierig sein. Die lichtdurchlässige Kutikula der Drosophila Larve macht es zu einem attraktiven Modellorganismus für die Live-Imaging-Studien. Allerdings ist eine wichtige Herausforderung für die Live-Imaging-Techniken, um nicht-invasiv zu immobilisieren und positionieren Sie ein Tier auf dem Mikroskop. Dieses Protokoll stellt eine einfache und leicht zu bedienen Verfahren zur Immobilisierung und Abbildung Drosophila-Larven auf einem Polydimethylsiloxan (PDMS) Mikrofluidik-Vorrichtung, die wir die "Larve Chip" nennen. Die Larve Chip besteht aus einem eng anliegenden PDMS Mikrokammer, die mit einer dünnen Deckglas, das auf Antrag eines Vakuums über eine Spritze, lähmt das Tier und bringt ventralen Strukturen wie der Nervenstrang, segmentalen Nerven und Körper angebracht ist, besteht Wandmuskulatur, in unmittelbarer Nähe zu dem Deckglas. Dies ermöglicht eine hochauflösende Abbildung und wichtigsten ist, vermeidet die Verwendung von anesthetics und Chemikalien, die die Untersuchung eines breiten Spektrums von physiologischen Prozessen erleichtert. Da Larven leicht erholen sich von der Immobilisierung, können sie leicht auf mehrere Imaging-Sitzungen unterzogen werden. Dies ermöglicht eine Längsschnittstudien über die Zeit Kurse von Stunden bis Tagen. Dieses Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt, wie man den Chip und wie man den Chip für die Live-Darstellung von neuronalen Ereignisse im 3. Larvenstadium nutzen vorzubereiten. Diese Veranstaltungen sind die schnellen Transport von Organellen in Axonen, Calcium-Reaktionen auf Verletzungen und Zeitraffer-Studien über den Handel mit Foto-Cabrio-Proteine über lange Strecken-und Zeitskalen. Eine weitere Anwendung des Chips ist es, regenerative und degenerative Antworten auf axonalen Verletzungen zu studieren, so dass der zweite Teil dieses Protokoll beschreibt ein neues und einfaches Verfahren für verletzte Axone in peripheren Nerven durch eine segmentale Nervenquetschung.
Die Fruchtfliege, Drosophila melanogaster, ist als Modellorganismus für die über 100 Jahre genutzt worden und hat maßgeblich an der Definition grundlegender Signal-und Entwicklungswege, die von Wirbellosen die menschliche konserviert sind erwiesen. Live-Imaging ist ein wichtiger Ansatz zur Untersuchung zellulärer Mechanismen, und das einfache Körperplan und transluzente Kutikula der Drosophila Larve macht es zu einem attraktiven System für Live-Aufnahmen, insbesondere, da es viele genetische Werkzeuge zur Expression von fluoreszenzmarkierten Proteine in bestimmten Zelltypen zur Verfügung.
Eine wichtige Herausforderung für die Live-bildgebenden Verfahren ist nichtinvasiv zu immobilisieren und positionieren Sie ein Tier für die Mikroskopie. Konventionelle Ansätze umfassen Immobilisierung Dissektion 1,2 oder der Einsatz von Chloroform, die beide das Tier zu töten. Die Anästhetika Ether 4 und Isofluran 5-8 wurden ebenfalls verwendet. Anästhetika während viele Vorteile, Sie hemmen auch die neuronale Aktivität und wichtige Physiologie (einschließlich der Herzschlag) 11.09, daher kann der Prozess studierte beeinflussen und erzeugen Stress auf das Tier. Es gibt auch Bedenken hinsichtlich menschlicher Sicherheit für die Arbeit mit Äther und Isofluran.
Wir haben eine drogenfreie Methode, um Drosophila-Larven in einer einzigen Schicht PDMS-Mikrofluidik-Vorrichtung, die wir die "Larve Chip" 12 nennen immobilisieren entwickelt. Dieses Protokoll beschreibt, wie einholen oder die Larve Chip, und wie man es für die Live-Bildgebung in der Früh inszeniert 3. Larvenstadium zu nutzen. Der Chip besteht aus einem eng anliegenden Mikrokammer, die auf Antrag eines Vakuums über eine Spritze, lähmt das Tier über sanfte mechanische Kraft zusammen. Die Immobilisierung Verfahren bringt ventralen Strukturen wie der Nervenstrang, segmentalen Nerven und Muskeln Körperwand, in unmittelbarer Nähe zu einem Deckglas. Dies ermöglicht eine hochauflösende Abbildung solcher Strukturen mit hoher numerischer Apertur (hohe Vergrößerung) Ziele.
Vorteile der Larve Chip gegenüber anderen herkömmlichen Techniken gehören die folgenden: (i) Die Nutzung der Larve Chip ersetzt die Verwendung von Chemikalien, so dass für in-vivo-Bildgebung von narkotisierten Tieren. (Ii) Larven wieder sofort nach der Entlassung aus dem Chip (im Gegensatz zu einem 2 Stunden Erholungszeit für Isofluoran 8,13). Dies ermöglicht für die Bildgebung über weite Zeitskalen, von Millisekunden bis Minuten, Stunden und Tage. (Iii) Die Verwendung von PDMS, die ein gasdurchlässiges Material ist, kann zur kontinuierlichen Diffusion von Sauerstoff / Luft von der Umgebung in den Larvenkörper. (Iv) Der Chip ist einfach und sicher zu bedienen ist, und (v) sie wiederverwendbar ist, und kann bei minimalen Kosten hergestellt werden.
Zusätzlich zu Anleitungen zur Verwendung der Larve Chip wird dieses Protokoll stellen mehrere Beispiele für die Anwendung auf neuronale Ereignisse 3. Larvenstadium zu studieren. Dazu gehören Live-Aufnahmen von Axonal Transport-, Calcium-Reaktionen auf Verletzungen und Zeitraffer-Studien über den Handel mit Foto-Cabrio-Proteine über lange Strecken-und Zeitskalen.
Eine weitere Anwendung der Chip ist, um neuronale Antworten auf axonale Schädigung zu untersuchen. Damit wird ein weiteres Verfahren (in Teil 3) für verletzte Axone in peripheren Nerven durch eine segmentale Nervenquetschung beschrieben. Dieser einfache Test kann sowohl schnell und reproduzierbar unter einer Standard Dissektion Stereomikroskop, das für viele Tiere in der gleichen Zeit verarbeitet werden können durchgeführt werden. Zellulären Reaktionen auf die Verletzung durch Live-Bildgebung in der Larve Chip untersucht werden.
Herstellen oder Erhalten der Larve Chip:
Die Larve Chip besteht aus einem PDMS-Block (genannt die "PDMS-Chip") zu einem Deckglas angebracht. Das Protokoll in Schritt 1 beschreibt das Verfahren zur Herstellung und Verwendung Larve Chips, unter der Annahme einer SU-8-Form verfügbar ist. Die SU-8-Form wird durch fotolithographisch Strukturieren einer 140 um dicken SU-8 Fotolackschicht auf einem Silizium-Wafer (für Details siehe Ghannad-Rezaie et al. 12) mikro. Da die Mikrofabrikation des SU-8-Form erfordert den Zugriff auf spezielle Ausrüstung, wir empfehlen es von einem Mikrofabrikationsstätte (zB. LNF die Einrichtung an der Universität von Michigan 14) oder aus einer Gießerei, indem sie ihnen das Chip-Design, die bereitgestellt wird als ergänzende Datei. Wenn man das Design der PDMS-Chip (zB für den Einsatz mit Larven in verschiedenen Größen), eine CAD-Software, die DXF-Dateien (zB Autocad) Griffe ändern will, kann verwendet werden. Ein SU-8 Form kann auch in-house folgenden Anweisungen in Mondal gemacht werden et al. Kann 27 Viele Leser finden es bequemer, einfach eine Probe zu erhalten PDMS-Chip zu versuchen, die Technik vor der Herstellung ihrer eigenen Chips. Dies wird auf Wunsch frei zugänglich gemacht werden.
Die Nutzung der mikrofluidischen "Larve Chip" für die Live-Bildgebung:
Das Immobilisierungsverfahren in der Larve Chip vermeidet die Verwendung von Anästhetika, sondern beinhaltet Druck über das Anlegen eines Vakuums, um die Bewegung des Tieres zu beschränken. Während Tiere Immobilisierung auf dem Chip für mehrere Stunden 12, eine kürzere Immobilisierung Zeitraum (5-15 min) überleben wird empfohlen. Das ist genug Zeit für die Abbildung vieler zellulärer Ereignisse von Interesse, einschließlich Änderungen der intrazellulären Kalzium, oder schnellen axonalen Transport. Dies ist auch genügend Zeit für die gewünschten Manipulationen in lebenden Tieren, wie z. B. laserbasierte Mikrochirurgie, Photobleichen und photoconverSion.
Um Ereignisse in Längsrichtung über einen längeren Zeitraum in einem einzigen Tier zu studieren, können Tiere in den Chip mehrfach platziert werden und abgebildet, durch Ruhezeiten getrennt. Traubensaft-Agar-Platten sind ideal zum Ausruhen zwischen Imaging-Sitzungen, da sie eine einfache Nahrungsquelle und Feuchtigkeit. Mehrere Imaging-Sitzungen, beeinflussen Überlebens von Larven bis zu einem Grad, da jede Sitzung ein gewisses Risiko für eine Beschädigung des Tieres (siehe Teil 2 der Fehlersuche, unten). Tiere können routinemäßig> 5 Mal im Laufe von zwei Tagen mit einer mehr als 50% Überlebensrate abgebildet werden. Da die Tiere nicht betäubt, gesund und beweglich sind sie sofort nach der Freigabe des Vakuums in den Chip. Es besteht daher keine Notwendigkeit für Erholungszeit zwischen den Bilderzeugungseinheiten, so dass der zeitliche Abstand zwischen den Sitzungen ist flexibel und kann zu den Zielen des Experiments angepasst werden.
Fehlersuche:
Die häufigste technische istverklagt Larve mit Chip und empfohlenen Lösungen sind die folgenden:
(1) Das Tier wird zu viel in Bewegung. Zu viel Mobilität können mit den bildgebenden Ziele stören. Die häufigsten Gründe dafür in der Larve Chip sind a) das Tier ist zu klein für den Chip, oder b) der Unterdruck während der Immobilisierung Schritt aufgebracht gefährdet ist. Die in diesem Protokoll beschriebenen Larve Chip soll für frühe inszeniert 3. Larvenstadium. Die optimale Größe für das Tier ist 3,5-4 mm in der Länge (entlang der anterior-posterioren Achse). Um sicherzustellen, dass der Unterdruck ausreichend ist, ziehen die Spritze 2-2,5 ml, oder bis ein Widerstand in den Griff zu spüren. Ein Hinweis, dass das Vakuum arbeitet, ist, daß kleine Blasen in dem Umfangskanal kann gesehen werden, die sich langsam in Richtung der Vakuumquelle. Ein weiteres Indiz ist, dass das Deckglas sollte immer mit dem Chip zu reisen, wenn der Chip das Heben von oben (und das ist die empfohlene Methode für den Transport der KammerSobald die Larven positioniert ist und das Vakuum eingeschaltet ist). Das Vakuum kann beeinträchtigt werden, wenn sich Risse in dem Schlauch, oder wenn Öl in den Schlauch. Dies kann einfach durch den Austausch des 23 G Abgabe Nadelspitze und Polyethylen-Schlauch 50 (von 1,6 bis 1,14 Schritte) angesprochen werden.
(2) Das Tier stirbt nach Bildgebung in den Chip. Das Verfahren soll die minimale Belastung auf das Tier zu verursachen, und Tiere von Wildtyp-Genotyp haben eine> 90% Überlebensrate, selbst nach einer Stunde der Immobilisierung auf dem Chip 12. Da einige Genotypen weniger elastisch, um dem Stress der Chip sein, prüfen Sie zunächst, dass Wildtyp-Tieren (z. B. Kanton S) überleben die Immobilisierung Technik. a) Die häufigste Ursache für die Letalität falsche Positionierung der Larve (siehe Abbildungen 2G-H). Wenn Teile der Nagelhaut, Kopf-oder Luftröhre sind nicht ganz in der Kammer, dann beschädigte während der Immobilisierung werden kann, und eineLarven, die zu groß für den Chip (> 4 mm) ist es weniger wahrscheinlich ist, zu überleben. b) Eine weniger häufige Ursache für Letalität ist die Verwendung von zu viel Druck oder Vakuum beim Laden des Chips. Wenn sie richtig in dem Chip positioniert ist, wird der Druck durch das Vakuum erzeugt wird gut vertragen. Doch übermäßiger Druck, entweder aus dem Vakuum oder in der Anfangsphase der Positionierung des Tieres kann ein Problem sein. Am besten ist es, den Grad der Druck empirisch durch Versuche mit Wildtyp-Larven in der richtigen Größe notwendig zu lernen. c) Wenn zu viel Halocarbonöl deckt Luftröhre des Tieres das Tier möglicherweise haben Probleme mit der langfristigen Überlebens. Das Öl spielt mehrere wichtige Rollen in der Chip: es ist wichtig für die Erzeugung des Vakuums, die Optik bei der Abbildung, und es wirkt Austrocknung in den Chip. Jedoch überschüssige Öl zu vermeiden. (Dies kann auch zu führen, in der Öl-Schlauch und Spritze, Kompromisse bei der Vakuum). Die vorgeschlagenen Protokoll Mäntel nur der Bauchseite der Larve mit Öl, dann removes überschüssige Öl durch die Platzierung der Larve auf ein sauberes Deckglas vor der Übertragung auf die endgültige Deckglas für die Bildgebung. d) Phototoxizität von der Bildgebungssitzung erlebt werden. Wie bei jedem Live-Imaging-Anwendung, ist es ideal, um kurze Belichtungszeiten mit geringer Intensität Laserlicht, das am besten mit einer hochempfindlichen Kamera oder Detektor erreicht wird, verwenden. Versuchen Sie, Beleuchtung mit UV-Licht zu minimieren, einschließlich Breitspektrum-Licht erzeugt durch Hg-Lichtquellen.
Weitere Fragen und künftige Richtungen:
Da diese Methode nicht Anästhetika zu nutzen, setzt das Herz des Tieres zu schlagen. Das schafft eine gewisse unvermeidbare Mobilität, die Bildgebung in einigen Orten mehr als andere betroffen. Die Beispiele hier zeigen, dass das Bauchmark, segmentalen Nerven und Körperwand kann leicht ohne Störung durch den Herzschlag abgebildet werden. In Fällen, in denen der Herzschlag Bildgebung betrifft, können die regelmäßigen Bewegungen manchmal mit korrigiert werdenin der Analyse-Software (zum Beispiel die Bildstabilisator-Plugin für ImageJ). Das funktioniert gut, wenn einzelne Objekte werden auf einer schnellen Zeitskala (zB ~ 1 um / s für den schnellen axonalen Transport) oder auf einem sehr langsamen Zeitskala (Minuten bis Stunden) bewegt. Allerdings, wenn das Objekt (e) von Interesse bewegen sich mit einer Reihe von Geschwindigkeiten und Richtungen, kann es schwieriger sein, für die Heartbeat-induzierte Bewegungen zu korrigieren.
Ein weiteres Problem ist leichter Variabilität in der Optik von Tier zu Tier oder zwischen mehreren Bild Sitzungen des gleichen Tieres in den Chip. Je tiefer das Objekt von Interesse ist im Tier, desto größer ist diese Veränderung sein wird. Segment Nerven und das Bauchmark sind in der Regel zu tief im Tier dann in regelmäßigen Mikroskop abgebildet werden. Der milde Druck in der Larve Chip erlebt schiebt diese Strukturen jedoch sehr nah an der Nagelhaut und Deckglas. Der genaue Abstand dieser Strukturen aus dem Deckglas werden kleine Abweichungen von tr habenial vor Gericht. Die Variation für Objekte schließen die Kutikula, wie die Zellkörper der sensorischen Neuronen, ist geringer. Es ist daher wichtig, insbesondere für Messungen der Intensität, um eine große Anzahl von Tieren und unabhängigen Versuchen zur Berücksichtigung der Variabilität in der Optik verwenden.
Während die hier gezeigten Beispiele haben sich auf Prozesse in Nervenzellen konzentriert, sollte der Ansatz zugänglich für jede Struktur in dem Tier, das innerhalb der Fokustiefe des Mikroskopobjektivs bringbar Bildgebung. Dies schließt die Schuppenschicht, Körperwand Muskeln, und ihre NMJs. Trachea auf der ventralen Seite des Tieres und möglicherweise Teile des Verdauungstrakts möglicherweise auch abgebildet werden. Das Tier kann auch mit seiner dorsalen Seite in Richtung der Deckglas für kurzfristige Abbildung von Strukturen in der Nähe der dorsalen Oberfläche positioniert werden. Die Fähigkeit, Bildstrukturen tief in das Tier durch den Arbeitsabstand des Mikroskopobjektivs verwendet begrenzt. Strukturen wie imaginal Scheiben sind unzugänglich hoher Vergrößerung (zB 40x) Ziele.
Die in diesem Protokoll beschrieben Larve Chips für Larven im frühen 3. Larvenstadium (im Größenbereich von 3,5 bis 4 mm) ausgelegt. Doch viele interessante Fragen erfordern Bildgebung bei verschiedenen Larvenstadien. Kleinere Chips bis 2. Larvenstadium oder größere Chips aufnehmen zu spät 3. Larvenstadien unterbringen kann einfach mit dem gleichen Prinzip gestaltet werden. (Ergänzungs Abbildung 1 enthält eine leicht modifizierbar DXF-Datei für die Herstellung von Silikonformen mit veränderten Kammergrößen). Das einfache Prinzip der reversiblen Dichtung könnte auch auf andere Organismen, wie C. angewendet elegans oder Zebrafisch, mit der Haupt Variante die Kammergröße. Eine sinnvolle zukünftige Richtung ist es, einen Chip, viele Tiere auf einmal zu immobilisieren können, zu Screening-Zwecken verwenden zu entwerfen. Doch für diese, würde der Entwurf benötigen deutlich anders zu seinaus dem aktuellen Gerät, in dem die Fragen der Positionierung des Tieres in der Chip muss mit für jedes Tier unabhängig behandelt werden.
Die Nervenquetschung Assay zur Untersuchung Verletzungen Antworten in Larven peripheren Nerven:
Die für die Larven segmentale Nerven hier beschriebenen Nervenquetschung Assay ist eine einfache Methode für die Einführung einer Verletzung von peripheren Axonen in Drosophila. Die Vorteile dieser Methode sind: a) ist es einfach, mit Standardwerkzeugen in einer Drosophila-Labor (ein Stereomikroskop CO 2-Quelle und Pinzetten) gefunden zu führen, b) kann es schnell für viele Tiere durchgeführt werden, so dass die biochemische Analyse der Nervenstränge nach Verletzung führbar 14, c) die molekularen und zellulären Antworten auf diese Verletzungen sind hoch reproduzierbar 14,15,28 und kann verwendet werden, um Prozesse, die ebenfalls wichtig sind wirbel Neuronen 29,30 entdecken.
Alternative Methoden für verletzte Nervenzellen ist es, focueinen Hochleistungslaser, beispielsweise einem gepulsten UV-oder Femtosekundenlaser, um ein Axon durch Laser-Mikro 17,31-33 abzutrennen. Die Larve Chip ist eine ideale Methode für die Positionierung des Tieres für solche Mikrochirurgie. Wegen der geringen Unterschiede in der Optik zwischen Studien, wie oben diskutiert, das laserbasierte Verfahren kann schwieriger sein, in Larven zu reproduzieren, insbesondere Larven segmentalen Nerven. Außerdem erfordert Laser bezogen axonale Schädigung mehr Zeit, um jedes Tier zu positionieren, damit es schwieriger, in großem Maßstab (mit einer großen Anzahl von Tieren) zu leiten.
Fehlersuche:
Die am häufigsten aufgetretenen technischen Problem aus der Nervenquetschung ist der Tod von Schäden an inneren Organen. Bei der Durchführung des zu vernichten, ist es wichtig, nicht zu kneifen die Bauchmark, Speicheldrüsen, oder Darm. Es ist auch wichtig, die Kutikula durchstoßen. Diese Probleme werden am besten, indem die Zange in einem 45 ° Winkel zu der Kutikula surfac vermiedene (siehe Abbildung 3).
Die Qualität der Zange hat einen großen Einfluss auf die Wirksamkeit der Andrang und das Überleben danach. Wir empfehlen Dumostar Nummer 5 Pinzette. Um ihre Schärfe behalten, müssen die Zange mit Vorsicht behandelt werden, nicht für andere Zwecke verwendet und ersetzt, sobald sie stumpf oder verbogen werden.
Die Größe des Tieres können auch Einfluss auf die Wirksamkeit der Andrang. Kleine Tiere (weniger als 3 mm in der Länge) sind viel weniger wahrscheinlich, um die Schädigung zu überleben. Bei großen Tieren (wandernde 3. Larvenstadium), ist es schwieriger, die Nerven zu lokalisieren und Schäden an den größeren Speicheldrüsen und Darm zu vermeiden, und es ist weniger Zeit, um Verletzungen Antworten vor der Verpuppung zu studieren. Die Nervenquetschung am effektivsten im frühen 3. Larvenstadium durchgeführt (das sind ~ 3-4,5 mm in der Länge entlang der anterior-posterioren Achse).
Die Nahrungsquelle, die das Tier bei erhöhten beeinflussen können, dieStärke der Nagelhaut und das Überleben nach dem Gedränge. Es wird empfohlen, Tiere in der Lebensmittel von einem Standard-Hefe-Glucose-Rezept zu erhöhen.
Die beste Methode für das Lernen, wie man das Gedränge effektiv tun ist, um zu üben auf viele Tiere, erst mit dem primären Ziel, das Überleben (und nicht Verpuppung) 24 Stunden nach dem Gedränge. Anfänger haben in der Regel eine geringe Überlebensrate (zB 10%), aber sobald die Technik gelernt haben, können die Überlebensraten zu erreichen ~ 90%.
Weitere Fragen und künftige Richtungen:
Der Andrang Assay bietet eine leistungsfähige Methode, um das Keimen der proximalen Axon zum Ort der Verletzung und die Degeneration von Axonen und Synapsen distal der Verletzungsstelle zu studieren. Während die Preise der Degeneration variieren zwischen den verschiedenen Neuronentypen, sie sind sehr gut reproduzierbar innerhalb eines bestimmten Neuronentyp und bietet Beweis für die Reproduzierbarkeit der Verletzung Assay.
Im Gegensatz dazu ist die "regenerative" keimenAntwort im proximalen Axone beobachtet ist schwieriger zu studieren. Alle Axone in der segmentalen Nerven initiieren umfangreiche sprießen Nähe zum Ort der Verletzung (zum Beispiel siehe Abbildung 6 und Abbildung 3). Aber das Ausmaß der Keimung kann von Neuron zu Neuron variieren und ist schwer zu quantifizieren. Nach mehr fokalen Läsionen einzelner Motoneurone in Segment Nerven durch Verwendung eines UV-gepulste Farbstofflaser eingeführt wird, kann ein ähnlicher Grad und Variabilität in Keimen beobachtet werden. Wir interpretieren, dass die nondiscriminate Direktionalität der Keimung aufgrund der Abwesenheit von Führungssignale in den Segment Nerven. Im Gegensatz dazu sensorischen Nervenbahnen durch Laser Nähe ihrer Zellkörper verletzt zogen neuen axonalen Wachstums in der gleichen Richtung wie der Axon 34 verloren. Axone in dieser Region des Tieres wahrscheinlich präziser Positionsinformation zur Führung der regenerierenden Axonen ausgesetzt. Das Umfeld, in segmentalen Nerven ist unwahrscheinlich, viel resemblan habence für die Umwelt, dass die Axone ursprünglich während ihre Führung im Embryo navigiert, daher ist nicht zu erwarten, um Informationen müssen regenerierenden Axone führen.
Eine weitere Einschränkung für die Untersuchung der Regeneration mit Hilfe der segmentalen Nervenquetschung Test ist, dass verletzte Axone sensorischen und Motoneuronen haben noch einen deutlichen Abstand zu (0,25-1 mm), um ihr Ziel zu erreichen, und einen begrenzten Zeitrahmen (<3 Tage) vor der Tier erfährt decken Verpuppung. Eine aktuelle Studie hat eine genetische Manipulation der prothoraciotropic Hormon-Rezeptor, der die Dauer des 3. Larvenstadium Larvenstadium 35 verdreifacht identifiziert. Diese Manipulation wird der Zeitrahmen für die Untersuchung der Wiederherstellung und die Degeneration von Nervenzellen nach Verletzungen deutlich zu verlängern, bis 9 anstelle von 3 Tagen. Dies kann lange genug, um neue Ereignisse, wie Wiederverbindung eines verletzten Axons mit postsynaptischen Ziel beobachten, vor allem, wenn die Schädigung induziert wird, in der Nähe der synaptischen Ende.
The authors have nothing to disclose.
Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation (Grant-Nummer 0842701 IOS-CAC) und das National Institute of Health (R00MH080599 BY, R21 NS062313 NC und NS069844 CAC) unterstützt. Wir möchten James Schutt, Emily Han, und Leni Truong für den technischen Support zu bestätigen, und die Bloomington Stock Center für Fluglinien. Alle wurden die Chips in der Nanofabrikation Lurie Einrichtung an der Universität von Michigan hergestellt.
0.5 mm Polyethylene tubing | Fisher scientific | 14-170-11B | Polyethylene tubing, I.D. = 0.023’’, O.D. = 0.038’’ |
1 mm Polyurethane tubing | Fisher scientific | BB521-63 | Polyurethane tubing, I.D. = 0.063’’, O.D. = 0.125’’ |
barb to barb connector | Bio Rad | 732-8300 | 0.8 mm barb to barb connector |
3-way stopcock valve | Bio Rad | 732-8104 | Screw on valve for the syringe |
Syringe (20 ml) | Fisher scientific | 14-817-33 | Screw on 20 ml syringe for generating vacuum |
Dispensing needles, 23 G (.4mm I.D., .6mm O.D.) | McMaster-Carr | 75165A684 | Needle for outlet connection |
Dispensing needles, 21 G, (.6mm I.D., .8mm O.D.) | McMaster-Carr | 75165A679 | Needle for outlet connection |
Halocarbon oil | Sigma | H8898 | Halocarbon oil 700 |
Dumostar Number 5 Forceps | Roboz | RS-498 | For nerve crush |
PDMS Kit (Base and curing agent) | Ellsworth | 184 SIL ELAST KIT 0.5KG | Dow Corning Sylgard 184 Silicone Encapsulant 0.5 kg Kit Clear |
Glass Coverslips | Fisher scientific | 12-544-C | 24 x 40 mm (thickness according to recommendation for your microscope objective) |
Disposable Plastic Cup (9 oz.) | |||
Plastic coffee stirrer stick | |||
Razor Blade | |||
Grape juice agar plates | See http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925 for recipe |