Изготовление и Имплантация Миниатюрные Dual-элементных тензорезисторы для измерения<em> В Vivo</em> Желудочно Схватки в Грызунов.
Summary
The in vivo measurement of smooth muscle contractions along the gastrointestinal tract of laboratory animals remains a powerful, though underutilized, technique. Flexible, dual element strain gages are not commercially available and require fabrication. This protocol describes the construction of reliable, inexpensive strain gages for acute or chronic implantation in rodents.
Abstract
Gastrointestinal dysfunction remains a major cause of morbidity and mortality. Indeed, gastrointestinal (GI) motility in health and disease remains an area of productive research with over 1,400 published animal studies in just the last 5 years. Numerous techniques have been developed for quantifying smooth muscle activity of the stomach, small intestine, and colon. In vitro and ex vivo techniques offer powerful tools for mechanistic studies of GI function, but outside the context of the integrated systems inherent to an intact organism. Typically, measuring in vivo smooth muscle contractions of the stomach has involved an anesthetized preparation coupled with the introduction of a surgically placed pressure sensor, a static pressure load such as a mildly inflated balloon or by distending the stomach with fluid under barostatically-controlled feedback. Yet many of these approaches present unique disadvantages regarding both the interpretation of results as well as applicability for in vivo use in conscious experimental animal models. The use of dual element strain gages that have been affixed to the serosal surface of the GI tract has offered numerous experimental advantages, which may continue to outweigh the disadvantages. Since these gages are not commercially available, this video presentation provides a detailed, step-by-step guide to the fabrication of the current design of these gages. The strain gage described in this protocol is a design for recording gastric motility in rats. This design has been modified for recording smooth muscle activity along the entire GI tract and requires only subtle variation in the overall fabrication. Representative data from the entire GI tract are included as well as discussion of analysis methods, data interpretation and presentation.
Introduction
Экспериментальные исследования, что запись в естественных условиях желудочно-кишечного (GI) подвижности в целом ряде экспериментальных условиях остаются мощным инструментом для понимания основополагающих нормальные и патофизиологические процессы, необходимые для питательной гомеостаза. Традиционно, многочисленные экспериментальные методики, некоторые сходство с тем, которые содержатся в клинической практике 1, были использованы для непосредственного количественного изменения в желудочно-кишечном скорости сжатия 2-5, внутрипросветный давления 6, 7, или GI транзит нерассасывающихся маркеров 8, 9 или стабильные изотопы 10-12. Каждый из этих методов имеет свои уникальные преимущества и недостатки, которые были рассмотрены ранее в литературе. Например, утилита баллонной манометрии количественно изменения давления была поставлена под сомнение в связи с присущими соответствии баллонного материала при желудочно восстановление невсасывающихся маркеров требует эвтаназии экспериментальную анимал для одной точки данных. В последнее время применение и подтверждение катетер миниатюрного артериального давления было сообщено, что предлагает нехирургических способ мониторинга желудка сократимость у крыс и мышей 3. В то время как преобразователь orogastrically размещены давление эффективно устраняет вмешивающихся переменных на функции желудочно-кишечного избегая инвазивные хирургические процедуры, такой подход годится только для наркозом препаратов. Кроме того, отсутствие визуального руководством не позволяет последовательное размещение датчика в конкретных регионах желудка. Таким образом, это приложение ограничивается желудка или толстой кишки после визуализации в сочетании с относительно жесткого датчика провода, в двенадцатиперстную кишку или подвздошной кишки это не вариант.
Аналогично, биомагнитные переменного тока biosusceptometry (ACB) методика была утверждена для сокращения Г.И. анализа 4. В то время как этот метод обеспечивает автоматический выключатель неинвазивный APгах для измерения желудочно-кишечные сокращения, ACB страдает от подобного ограничения в том, что использование попадает магнитные носители обнаружения не позволяет точно запись конкретных регионах желудочно-кишечного тракта. Это ограничение можно преодолеть через хирургически магнитных маркеров. Тем не менее, этот метод требует, чтобы АСВ животных анестезируют для сбора данных.
Ultrasonomicrometry был принят на работу в некоторых GI изучает 13, 14 для того, чтобы воспользоваться небольшого размера, пространственного, и временные преимущества пьезоэлектрических кристаллов передатчика / приемников. Волны желудка сокращение гладких мышц не событием высокой частоты и происходит со скоростью примерно 3 – 5 циклов / мин. Таким образом, временные преимущества sonomicrometry может оказаться ненужным, чтобы оправдать затраты. Кроме того, в то время как линейное движение точно измерить с sonomicrometry, ограничения были представлены в отношении желудочно-кишечного тракта данных точнуюинтерпретация, которая может возникнуть в результате имплантации недостаточное количество кристаллов 14.
Основываясь на оригинальных конструкций Басса и коллег 2, 15 это визуализируется протокол более полно документирует шаг за шагом изготовление и экспериментальное использование миниатюре, двойные тензорезисторов элемент, обладающие высокой чувствительностью и гибкость для записи сокращений гладких мышц по всей GI тракта. Размеры элементов тензометрических подходят для любого применения грызунов, так как чувствительности и размера готового тензодатчика в наибольшей степени зависят от силиконовых листов инкапсуляции элементов. Эти тензорезисторы могут быть легко адаптированы для острого и хронического применения наркозом и свободно ведут себя моделей лабораторных животных, обеспечивая тем самым единый метод для количественного сокращения гладких мышц.
Protocol
Representative Results
Discussion
Процедуры, представленные здесь, позволяют отдельные лаборатории, чтобы изготовить чувствительные миниатюрные тензорезисторы для биологических применений, включая, но не ограничиваясь ими, желудочно-кишечную подвижность в мелких лабораторных животных. Поскольку промышленного прои…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Финансирование научных исследований был получен через Национальный институт неврологических расстройств и инсульта (NS049177 и NS087834). Авторы признают интеллектуальный вклад покойного д-ра Пола Басса и его коллег в оригинальной конструкции тензорезисторов; и Кэрол Tollefsrud для изготовления и сбыта тензорезисторов до прекращения производства в 2010 году, а также за ее глубокий переписки.
Materials
| Strain gage element | Micro-Measurements (Vishay Product Group) | EA-06-031-350 | Linear pattern, foil, stress analysis strain gage (2 required) www.vishaypg.com/micro-measurements/ or http://www.vishaypg.com/docs/11070/031ce.pdf |
| epoxy-phenolic adhesive | M-bond 610 | General purpose adhesive for bonding strain gage elements | http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf |
| 3 conductor insulated wire | 336-FTE | Fine gage, flexible general purpose wire | http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf |
| Flux and rosin solvent kit | FAR-2 M-Flux AR kit | Liquid solder flux | http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf |
| Solder | 361A-20R-25 | Optimized and recommended for strain gage applications | http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf |
| Gold socket connector | PlasticsOne | E363/0 | Socket contact for electrode pedestal http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=407 |
| Electrode pedestal | MS363 | Secure platform for wire contacts | http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=499 |
| 6-wire cable | 363 PLUG W/VINYL SL/6 | Pre-fabricated vinyl-coated cable (in customized lengths) with plug adaptor to match electrode pedestal and tinned solder lugs on terminal end | |
| Silicone rubber casting compound | EIS electrical products | Elan Tron E211 | Potting medium for gage/wire solder joints http://www.eis-inc.com |
| HOTweezers | Meisei Corporation | Model 4B | Wire insulation strippers http://www.impexron.us |
| Soldering station | Weller (Apex Tool Group) | WES 51 | High quality soldering equipment http://www.apexhandtools.com/weller/index.cfm |
| Available through http://www.eis-inc.com or http://www.amazon.com | |||
| Silicone sheet | Trelleborg Sealing Solutions Northborough-Life Sciences | Pharmelast 20-20 | Encapsulating strain gauge elements 10 B Forbes Road Northborough, MA 01532 (800) 634-2000 |
| Amplifier | Experimetria Ltd | AMP-01-SG | http://experimetria.com/Biological_amplifiers.php |
References
- Szarka, L. A., Camilleri, M. Methods for measurement of gastric motility. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 296 (3), G461-G475 (2009).
- Pascaud XB, F. A. U., Genton, M. J., Bass, P. A miniature transducer for recording intestinal motility in unrestrained chronic rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. Gastrointest. Physiol. 4 (5), 532-538 (1978).
- Gourcerol, G., Adelson, D. W., Million, M., Wang, L., Tache, Y. Modulation of gastric motility by brain-gut peptides using a novel non-invasive miniaturized pressure transducer method in anesthetized rodents. Peptides. 32 (4), 737-746 (2011).
- Américo, M. F., et al. Validation of ACB in vitro and in vivo as a biomagnetic method for measuring stomach contraction. Neurogastroenterol. Motil. 22 (12), 1340-1374 (2010).
- Fujitsuka, N., Asakawa, A., Amitani, H., Fujimiya, M., Inui, A. Chapter Eighteen – Ghrelin and Gastrointestinal Movement. Ghrelin and Gastrointestinal Movement. , 289-301 (2012).
- Monroe, M. J., Hornby, P. J., Partosoedarso, E. R. Central vagal stimulation evokes gastric volume changes in mice: a novel technique using a miniaturized barostat. Neurogastroenterol. Motil. 16 (1), 5-11 (2004).
- Herman, M. A., et al. Characterization of noradrenergic transmission at the dorsal motor nucleus of the vagus involved in reflex control of fundus tone. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 294 (3), 720-729 (2008).
- Gondim, F. A., et al. Complete cervical or thoracic spinal cord transections delay gastric emptying and gastrointestinal transit of liquid in awake rats. Spinal Cord. 37 (11), 793-799 (1999).
- Van Bree, S. H. W., et al. Systemic inflammation with enhanced brain activation contributes to more severe delay in postoperative ileus. Neurogastroenterol. Motil. 25 (8), 540-549 (2013).
- Qualls-Creekmore, E., Tong, M., Holmes, G. M. Gastric emptying of enterally administered liquid meal in conscious rats and during sustained anaesthesia. Neurogastroenterol. Motil. 22 (2), 181-185 (2010).
- Qualls-Creekmore, E., Tong, M., Holmes, G. M. Time-course of recovery of gastric emptying and motility in rats with experimental spinal cord injury. Neurogastroenterol. Motil. 22 (1), 62 (2010).
- Choi, K. M., et al. Determination of gastric emptying in nonobese diabetic mice. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 293 (5), G1039-G1045 (2007).
- Adelson, D. W., Million, M., Kanamoto, K., Palanca, T., Tache, Y. Coordinated gastric and sphincter motility evoked by intravenous CCK-8 as monitored by ultrasonomicrometry in rats. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 286 (2), G321-G332 (2004).
- Xue, L., et al. Effect of modulation of serotonergic, cholinergic, and nitrergic pathways on murine fundic size and compliance measured by ultrasonomicrometry. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 290 (1), G74-G82 (2005).
- Bass, P., Wiley, J. N. Contractile force transducer for recording muscle activity in unanesthetized animals. J. Appl. Physiol. 32 (4), 567-570 (1972).
- Holmes, G. M., Browning, K. N., Tong, M., Qualls-Creekmore, E., Travagli, R. A. Vagally mediated effects of glucagon-like peptide 1: in vitro and in vivo gastric actions. J. Physiol. 587 (19), 4749-4759 (2009).
- Tong, M., Qualls-Creekmore, E., Browning, K. N., Travagli, R. A., Holmes, G. M. Experimental spinal cord injury in rats diminishes vagally-mediated gastric responses to cholecystokinin-8s. Neurogastroenterol. Motil. 23 (2), e69-e79 (2011).
- Miyano, Y., et al. The role of the vagus nerve in the migrating motor complex and ghrelin- and motilin-induced gastric contraction in suncus. PLoS ONE. 8 (5), e64777 (2013).
- Holmes, G. M., Rogers, R. C., Bresnahan, J. C., Beattie, M. S. Thyrotropin-releasing hormone (TRH) and CNS regulation of anorectal motility in the rat. J Auton. Nerv. Syst. 56, 8-14 (1995).
- Ormsbee, H. S., Bass, P. Gastroduodenal motor gradients in the dog after pyloroplasty. Am. J. Physiol. 230, 389-397 (1976).
- Fukuda, H., et al. Impaired gastric motor activity after abdominal surgery in rats. Neurogastroenterol. Motil. 17 (2), 245-250 (2005).
- Browning, K. N., Babic, T., Holmes, G. M., Swartz, E., Travagli, R. A. A critical re-evaluation of the specificity of action of perivagal capsaicin. J. Physiol. 591 (6), 1563-1580 (2013).
