Summary

Isolering och odling av dissocierade sensoriska neuroner från kycklingembryon

Published: September 24, 2014
doi:

Summary

Cellodlingsmodeller ger detaljerad kontroll över miljöförhållanden och därmed ge en kraftfull plattform för att belysa många aspekter av neuronal cellbiologi. Vi beskriver en snabb, billig och tillförlitlig metod för att isolera, dissocierar, och kultur sensoriska neuroner från kycklingembryon. Uppgifter om substrat förberedelse och immunocytokemi finns också.

Abstract

Nervceller är mångfacetterade celler som bär information som är väsentlig för en mängd olika funktioner, inklusive sensation, motor rörelse, inlärning och minne. Att studera nervceller in vivo kan vara en utmaning på grund av sin komplexitet, sin varierade och dynamiska miljöer, och tekniska begränsningar. Av dessa skäl kan studera nervceller in vitro vara till nytta för att lösa de komplexa mysterier nervceller. Den väldefinierad karaktär cellodlingsmodeller ger detaljerad kontroll över miljöförhållanden och variabler. Här beskriver vi hur man isolera, separera och kultur primära neuroner från kycklingembryon. Denna teknik är snabbt, billigt och alstrar kraftigt växande sensoriska neuroner. Förfarandet genomgående producerar kulturer som är högt anrikade för neuroner och har mycket få icke-neuronala celler (mindre än 5%). Primära nervceller fäster inte bra på obehandlat glas eller vävnadsodlingsplast, därför detaljerade förfaranden för att skapa två Distinct, väldefinierade laminin-innehållande substrat för neuronal plätering beskrivs. Odlade nervceller är mycket mottagliga för flera cellulära och molekylära tekniker, inklusive co-immunoprecipitation, levande cell fantisera, RNAi, och immunocytokemi. Rutiner för dubbel immuncytokemi om dessa odlade nervceller har optimerats och beskrivs här.

Introduction

Nervceller är komplexa celler som bär information som är väsentlig för en mängd olika funktioner, inklusive känsla, syn, motor rörelse, inlärning och minne. Unikt från andra celltyper, neuroner sträcker armliknande processer, kallade axoner, för att bilda eter neurala motorvägar för kommunikation. Under utvecklings specialiserade fack placerade vid spetsarna på växande axoner, som kallas tillväxt kottar, navigera genom en konsert av extracellulära signaler att leda axonet till dess rätt destination. De intrikata molekylära mekanismer som ligger bakom tillväxten konen navigation är inte helt klarlagda. För att bättre förstå dessa mekanismer har forskare använt cellodlingsmodeller för att studera nervceller i en definierad och förenklad in vitro miljö. Studera nervceller i kultur 1 har lett till betydande framsteg i vår förståelse av neuronal cellbiologi inklusive: neuronal differentiering 2, cytoskelettala dynamik, endocytos och människohandel, dendritereglering 3,4, axonal regenerering 5 och kliniska tillstånd såsom neuropatier 6. Dessutom odlade nervceller är mycket mottagliga för en rad olika forskningsmetoder inklusive immuncytokemi, cellytan co-immunoprecipitation, Western blot, transfektion, RNAi, och levande avbildning som Timelapse analys av tillväxten konen motilitet. Således odling primära neuroner är en kraftfull metod för att belysa många aspekter av cellbiologi av nervceller.

Den cellodlingsmodell ger utredare med detaljerade kontroll över miljöförhållanden och variabler. Till exempel kan det substrat som nervceller pläterade (och växa på) lätt manipuleras. Här ger vi detaljerade instruktioner för att generera två olika substrat, en med en låg laminin-1 koncentrationen och den andra med mättande koncentrationer av laminin-1. Överraskande, kan olika koncentrationer av samma molekyl har dramatiska effekterpå det interna tillståndet av neuroner liksom deras cellyta kompositionen. Exempelvis intracellulära nivåer av cAMP och yta nivåer integriner är signifikant olika i nervceller pläterade på dessa två substrat 7,8. Ytterligare studier har visat att andra molekyler inklusive fibronektin och kondroitinsulfatproteoglykaner, inverkan uttrycket av cellytmolekyler och neuronal motilitet 7-11. Dessutom lösliga molekyler såsom neurotrofiner och neurotropins också påverka cellmembransammansättning och neuronal motilitet 12-16 och kan enkelt och noggrant manipuleras i en cellodlingsmodell.

Här beskriver vi metoder för att isolera och kultur dissocierade sensoriska neuroner från kycklingembryon. Detta förfarande har använts för att göra betydande genombrott i neurobiologi, inklusive axon utväxt 5,7,8,10,11,16-21 och modifierades från ett förfarande som syftar till att isolera ganglieceller 22. Det finnsflera fördelar med detta tillvägagångssätt. Först många funktioner i chick dorsalrotganglia (DRG) utveckling väl karakteriserade inklusive tidsramen för födelse, axon förlängning, och proteinuttryck profiler 2,23-28, vilket ger en lärorik grund att bygga informativa in vitro experiment. För det andra, dissocierade neuronala kulturer möjliggöra för forskaren att mer direkt studera neuroner jämfört med alternativa tillvägagångssätt som utnyttjar intakta DRG-explantat (som innehåller neuroner och icke-neuronala celler) och / eller blandade kulturer innehållande både dissocierade neuroner och icke-neuronala celler. För det tredje är det förfarande som beskrivs här okomplicerat, billigt och mottaglig för studenter. Därför kan denna teknik användas för forskning och för undervisningsändamål. Dessutom bör mindre ändringar av detta protokoll tillåter snabb, hög avkastning rening av nervceller från andra än DRG källor. Till exempel kan detta förfarande modifieras för att ge neuronalt Enriched kulturer från andra vävnader såsom embryonala framhjärnan eller ryggmärgen.

Immuncytokemi protokoll har optimerats för dessa dissocierade neuronala kulturer och beskrivs i detalj här. Förfarandet för dubbla immunocytokemi mot neural celladhesionsmolekyl (NCAM) och β1 integriner tillhandahålls. Data som genereras från dessa immunocytokemiska metoder har använts för att undersöka den rumsliga mönstring och intensiteten av flera molekyler i odlade nervceller 8,16.

Protocol

1 Cover Förberedelser: Acid Wash och baka Minst 2 dagar före dissektion (steg 2), börjar följande steg för att förbereda täckglas. Utför syratvättsteg för att avlägsna oljor och rengör täck. Lasttäckglas i porslin hållare som vertikalt positionerar täck och hindrar dem från att röra varandra. Sänk hållaren och täckglas i glas histologi behållare fylld med 2 M saltsyra (HCl). Alternativt, om porslinshållare inte är tillgänglig, sprida ~ 20 täckhorisontellt för att täcka bo…

Representative Results

Protokollet som beskrivs här möjliggör utredare till kultur en berikad population av dissocierade embryonala sensoriska neuroner med mycket få (t.ex. <5%) icke-neuronala celler 7,8,10,16. Många DRG kan erhållas från lumbosakrala, bröstkorg och livmoderhalscancer regionerna. Beroende på behoven hos utredaren, kan DRG från dessa olika anatomiska regioner lätt isoleras. Exempelvis Figur 1 visar bilder av kycklingembryo genom olika stadier av dissektion med ländryggen DRG …

Discussion

Här presenterar vi detaljerade protokoll för isolering och odling dissocierade sensoriska neuroner från ett kycklingembryo. Detta förfarande ger en berikad population av kraftigt växande nervceller in vitro 7,8,10,16. Många cellulära och molekylära tekniker kan tillämpas på dessa odlade nervceller, inklusive immuncytokemi, som beskrivs här. Detta protokoll användes nyligen för att kvantitativt bedöma intensiteten i immunolabeled aktiverade integriner i sensoriska tillväxt kottar 8…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi vill tacka Alison Philbrook, Belinda Barbagallo och Michael Francis för insiktsfulla kommentarer på detta papper. Forskningen rapporteras i denna publikation stöddes av en R15-OMRÅDET utmärkelse 1R15NS070172-01A1 delas MLL.

Materials

sterile small culture dishes (35mm) Corning 430165
sterile large culture dishes (100mm) Falcon 353003
sterile large petri dishes (100mm) VWR 89000-302
glass petri dish (100mm) VWR D108962 
fine forceps Fine Science Tools 11251-10 
standard forceps Fine Science Tools 1100-12
coverslips  (22×22) Fisher 12 518 105K 0.13-0.17 mm thickness is optimal for microscopy
porcelin coverslip holder Thomas scientific 8542E40
Fetal Bovine serum Gibco 17502-048 use 50ml aliquots per 500 mls of Ham's F12 media 
HCL VWR VW3204-1 use at 2M, can be used twice before discarding
NaCl Sigma S9888 use 5M NaCl solution for laminin-1 stock solution
laminin-1 Invitrogen 23017-015 Add 72ul of sterile 5M NaCl and aliquot into 50ul
15 ml conical tube cell treat 229411
PBS CMF 10X Gibco 14200 used at 1X, dilute with sterile millipore filtered water
PBS 10X Gibco 14080 used at 1X, dilute with sterile milliporee filtered water
Ham's F12 Lonza 12-615F
Fetal Bovine Serum Albumin (BSA) Gibco 10438 use in F12HS20 at 10%
HEPES Sigma H3375 make sterile 1M solution in distilled water, dilute in F12 media to obtain final concentration of 10mM
Penicillin streptomyocin Sigma P0781 use 5mls in 500mls of F12 media
NT3 Millipore GF031 Add 1ml of sterile millipore water, aliquot under sterile conditions, store at -20 0C, use at final concentration of 10ng/ml in F12H media, keep in -20 C  non-defrosting freezer 
N2 Invitrogen 17502048  aliquot under sterile conditions,stored at -20 0C,  use 100ul per 10ml of F12H media
NGF RnD systems 256-GF Add 1ml of sterile 1X PBS with 0.1% BSA, aliquot under sterile conditions, store at -20 0C, usd at final concentration of 10 ng/ml in F12H media 
l-glutamine Sigma G7513 aliquot under sterile conditions, store at -20 0C, use at final concentration of 200mM in F12H media
Trypsin Sigma T4049 aliquot under sterile conditions, store at -20 0C
Bovine Serum Albumin (BSA) Gibco 15260
Other items needed:  general dissection instruments, including  glass pasteur pipettes, fertile white leghorn chicken eggs, check egg incubator (humidified, 37 degrees C), cell incubation chamber (humidified, 37  degrees C), laminar flow hood, binocular stereovision dissecting scope
Immunocytochemistry Reagents Table
Sucrose Sigma S9378 used in fixative solution (4% paraformaldehye, 30% sucrose, 2X PBS) 
Triton-X 100 Sigma T-8787
Paraformaldehyde Sigma P6148 used in fixative solution (4% paraformaldehye, 30% sucrose, 2X PBS) 
Fluoromount G Southern Biotech 0100-01
normal goat serum Life technologies PCN500
microscope slides VWR 16004-430
Primary Antibody Table
Antibody against NCAM Millipore AB5032 polyclonal
Antibody against activated beta 1 ingegrin Millipore MAB19294 monoclonal
Seconday Antibody Table
Goat anti-mouse IgG Alexa 488 Life technologies A11001
Goat anti-rabbit IgG Alexa 548 Life technologies A11036

References

  1. Millet, L. J., Gillette, M. U. Over a century of neuron culture: from the hanging drop to microfluidic devices. The Yale journal of biology and medicine. 85, 501-521 (2012).
  2. Guan, W., Puthenveedu, M. A., Condic, M. L. Sensory neuron subtypes have unique substratum preference and receptor expression before target innervation. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 23, 1781-1791 (2003).
  3. Kapitein, L. C., Hoogenraad, C. C. Which way to go? Cytoskeletal organization and polarized transport in neurons. Molecular and cellular neurosciences. 46, 9-20 (2011).
  4. Kapitein, L. C., Yau, K. W., Hoogenraad, C. C. Microtubule dynamics in dendritic spines. Methods in cell biology. 97, 111-132 (2010).
  5. Snow, D. M. Pioneering studies on the mechanisms of axonal regeneration. Developmental neurobiology. 71, 785-789 (2011).
  6. Melli, G., Hoke, A. Dorsal Root Ganglia Sensory Neuronal Cultures: a tool for drug discovery for peripheral neuropathies. Expert opinion on drug discovery. 4, 1035-1045 (2009).
  7. Condic, M. L., Letourneau, P. C. Ligand-induced changes in integrin expression regulate neuronal adhesion and neurite outgrowth. Nature. 389, 852-856 (1997).
  8. Lemons, M. L., Condic, M. L. Combined integrin activation and intracellular cAMP cause Rho GTPase dependent growth cone collapse on laminin-1. Experimental neurology. 202, 324-335 (2006).
  9. Beller, J. A., et al. Comparison of sensory neuron growth cone and filopodial responses to structurally diverse aggrecan variants, in vitro. Experimental neurology. 247, 143-157 (2013).
  10. Condic, M. L., Snow, D. M., Letourneau, P. C. Embryonic neurons adapt to the inhibitory proteoglycan aggrecan by increasing integrin expression. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 19, 10036-10043 (1999).
  11. Lemons, M. L., Barua, S., Abanto, M. L., Halfter, W., Condic, M. L. Adaptation of sensory neurons to hyalectin and decorin proteoglycans. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 4964-4973 (2005).
  12. Guan, W., Condic, M. L. Characterization of Netrin-1, Neogenin and cUNC-5H3 expression during chick dorsal root ganglia development. Gene Expr Patterns. 3, 369-373 (2003).
  13. Guan, W., Wang, G., Scott, S. A., Condic, M. L. Shh influences cell number and the distribution of neuronal subtypes in dorsal root ganglia. Developmental biology. 314, 317-328 (2008).
  14. Kolpak, A., Zhang, J., Bao, Z. Z. Sonic hedgehog has a dual effect on the growth of retinal ganglion axons depending on its concentration. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 3432-3441 (2005).
  15. Kolpak, A. L., et al. Negative guidance factor-induced macropinocytosis in the growth cone plays a critical role in repulsive axon turning. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29, 10488-10498 (2009).
  16. Lemons, M. L., et al. Integrins and cAMP mediate netrin-induced growth cone collapse. Brain research. 1537, 46-58 (2013).
  17. Snow, D. M., Atkinson, P. B., Hassinger, T. D., Letourneau, P. C., Kater, S. B. Chondroitin sulfate proteoglycan elevates cytoplasmic calcium in DRG neurons. Developmental biology. 166, 87-100 (1994).
  18. Snow, D. M., Brown, E. M., Letourneau, P. C. Growth cone behavior in the presence of soluble chondroitin sulfate proteoglycan (CSPG), compared to behavior on CSPG bound to laminin or fibronectin. Int J Dev Neurosci. 14, 331-349 (1996).
  19. Snow, D. M., Lemmon, V., Carrino, D. A., Caplan, A. I., Silver, J. Sulfated proteoglycans in astroglial barriers inhibit neurite outgrowth in vitro. Experimental neurology. 109, 111-130 (1990).
  20. Snow, D. M., Letourneau, P. C. Neurite outgrowth on a step gradient of chondroitin sulfate proteoglycan (CS-PG). Journal of neurobiology. 23, 322-336 (1992).
  21. Snow, D. M., Mullins, N., Hynds, D. L. Nervous system-derived chondroitin sulfate proteoglycans regulate growth cone morphology and inhibit neurite outgrowth: A light, epifluorescence, and electron microscopy study. Microsc Res Tech. 54, 273-286 (2001).
  22. Barres, B. A., Silverstein, B. E., Corey, D. P., Chun, L. L. Immunological, morphological, and electrophysiological variation among retinal ganglion cells purified by panning. Neuron. 1, 791-803 (1988).
  23. Firnhaber, C., Hammarlund, M. Neuron-specific feeding RNAi in C. elegans and its use in a screen for essential genes required for GABA neuron function. PLoS genetics. 9, e1003921 (2013).
  24. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 195, 231-272 (1992).
  25. Hollyday, M. Chick wing innervation. I. Time course of innervation and early differentiation of the peripheral nerve pattern. The Journal of comparative neurology. 357, 242-253 (1995).
  26. Hollyday, M., Morgan-Carr, M. Chick wing innervation. II. Morphology of motor and sensory axons and their growth cones during early development. The Journal of comparative neurology. 357, 254-271 (1995).
  27. Honig, M. G., Kueter, J. The expression of cell adhesion molecules on the growth cones of chick cutaneous and muscle sensory neurons. Developmental biology. 167, 563-583 (1995).
  28. Tosney, K. W., Landmesser, L. T. Development of the major pathways for neurite outgrowth in the chick hindlimb. Developmental biology. 109, 193-214 (1985).
  29. Dontchev, V. D., Letourneau, P. C. Nerve growth factor and semaphorin 3A signaling pathways interact in regulating sensory neuronal growth cone motility. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 6659-6669 (2002).
  30. Munoz, L. M., et al. Ephrin-A5 inhibits growth of embryonic sensory neurons. Developmental biology. 283, 397-408 (2005).
  31. Roche, F. K., Marsick, B. M., Letourneau, P. C. Protein synthesis in distal axons is not required for growth cone responses to guidance cues. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29, 638-652 (2009).
  32. Condic, M. Adult neuronal regeneration induced by transgenic integrin expression. Journal of Neuroscience. 21, 4782-4788 (2001).
  33. Hory-Lee, F., Russell, M., Lindsay, R. M., Frank, E. Neurotrophin 3 supports the survival of developing muscle sensory neurons in culture. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90, 2613-2617 (1993).
  34. Toyofuku, T., et al. FARP2 triggers signals for Sema3A-mediated axonal repulsion. Nature neuroscience. 8, 1712-1719 (2005).
  35. Steinmetz, M. P., et al. Chronic enhancement of the intrinsic growth capacity of sensory neurons combined with the degradation of inhibitory proteoglycans allows functional regeneration of sensory axons through the dorsal root entry zone in the mammalian spinal cord. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 8066-8076 (2005).
check_url/51991?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Powell, S., Vinod, A., Lemons, M. L. Isolation and Culture of Dissociated Sensory Neurons From Chick Embryos. J. Vis. Exp. (91), e51991, doi:10.3791/51991 (2014).

View Video