השתלת כליה עכבר: מודלים של דחיית השתל
Summary
Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.
Abstract
Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.
Introduction
השתלת כליה מוצלחת לטיפול באי ספיקת כליות תוארה לראשונה בשנת 1955 בין תאומים מונוזיגוטיים 1, מאז זה הפך להיות טיפול מהפכני בחולים עם אי ספיקת כליות סופנית בכל רחבי העולם, המציע גם שיפור באורך ואיכות החיים 2. עם זאת הישרדות שתל לטווח ארוך כבר הקשתה על ידי מספר רב של תהליכים פתולוגיים וכתוצאה מכך לנזק של שתל כרוני 3.
דחיית הכליה המושתלת בבני אדם עדיין אחד גורמים עיקריים לתחלואה, למרות שיפור משמעותי במשטרי טיפול immunosupporessive. המטרה לפתח מודל עכבר של השתלת כליה היא לשכפל את התהליך ופתולוגיה מצא בהשתלת הכליה אנושית 4 מקרוב. Skoskiewicz et al. תואר לראשונה מודל העכבר של השתלת כליה בשינה 1973 5. למרות כישורי מייקרו מתקדמים נדרשים, זה לא יקרOOL מכמה סיבות: גנום העכבר כבר מאופיין היטב, ויש מגוון גדול של שיטות וטכניקות זמינות ללימודי עכבר ניסיוניים.
קבוצות רבות משתמשים במודל העכבר של השתלת הכליה השתמשו הכליה המושתלת כאיבר התומך בחיים, לעומת זאת במחקרים אחרים ובמתודולוגיה שלנו תיארה את אחת מהכליות הטבעיות של עכבר הנמען הושאר באתר לתקופת הניסוי 4. היתרון הוא שהעכבר עובר הרדמה ופעולה אחת ובכך להפחית את התחלואה לעכבר ואת הסיכון למוות מהליך שני. בנוסף העכבר לא סובל מתופעות הלוואי של אי ספיקת כליות הדרגתית.
למרות שמודלים של דחייה אלוגנאית קיימים באיברים אחרים, כגון לב ועור, אלה לא תמיד רלוונטיים ישירות להשתלת כליה. יש ראיות לכך מודלים אלה לעורר מצבים וdy שוניםnamics של דחייה, למשל הקורס של דחיית שתל בלב ושל שתל הכליה הזמן שונה באופן משמעותי בשילובי זן מסוימים 6. שתארנו דפוסי דחייה של שתל כליות חריפים בתורמים / ג BALB לעכברי FVB / ניו ג'רזי שאינן מהונדסים, מודל זה הראה פגיעה בתיווך סלולרית עם הצטברות של תאי T ומקרופאגים 7. לחלופין יש לנו גם תיארנו מודל של נזק שתל כרוני המציג סיסטיק ביניים וניוון צינורי, זה נובע מהשתלת כליה מC57BL / 6 BM12 תורמים לC57BL / 6 המקבלים, כעכברים אלה מאופיינים בmis לוקוסים בודד MHC class II -התאם 8.
היבטים רבים של השתלה נחקרו תוך שימוש במודל העכבר של השתלת כליה כוללים דחייה חריפה, דחייה סלולרית ולחות, פגיעת reperfusion איסכמיה, וtrialing סוכנים טיפוליים חדשניים. יש לנו שונה לא הניתוחייםechnique כדי לקצר את זמן הפעלה ולשפר את הקלות של ניתוח. במיוחד שתארנו תורם בו זמנית והכנת נמען וטכניקת השקה כלי דם פשוטה, תוך ניצול השקה תיקון אב העורקים רציפה. וידאו וכתב יד זה יספק נקודות מפתח כדי לסייע בהקמתה של טכניקה זו.
Protocol
Representative Results
Discussion
האופן ביותר המתואר היטב כדי לבצע את ההשקה העורקים הוא להשתמש באב העורקים הדיסטלי של התורם, עם עורק הכליה בהמשך, באופן מקצה לצד לאב עורקי הנמען. אנו מתארים את השימוש בתיקון אב העורקים, דומה לשיקוף 'Carrell תיקון' שבוצע בהשתלת כליה אנושית שאנו מאמינים שהוא נוח יותר. למר?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
מימון מכליות המחקר בבריטניה, מכללת מנתחים המלכותית של אדינבורו והאיגוד האירופי להשתלות איברים נתמכות מחקר זה.
Materials
| Surgical Instruments | |||
| Blunt Dissecting Scissors | Fine Science Tools | 14072-10 | For skin cutting |
| Curved Castoviejo scissors | Fine Science Tools | 15017-10 | For tissue cutting |
| Spring Scissors – straight | Fine Science Tools | 15000-08 | For suture cutting |
| Toothed forceps 1×2 teeth | Fine Science Tools | 11021-12 | |
| 2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5) | Fine Science Tools | 11251-20 | |
| Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45) | Fine Science Tools | 11253-25 | For blunt dissecting |
| Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7) | Fine Science Tools | 11273-22 | Useful to pass around vessels |
| Curved Crile Haemostat | Fine Science Tools | 1300-04 | |
| Micro clip applicator with lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| 2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm | Fine Science Tools | 18055-04 | Microvascular clamps |
| 2 x Colibri 3cm wire retractor | Fine Science Tools | 17000-03 | |
| Castroviejo needle holder with lock | Fine Science Tools | 120660-01 | |
| Wound clip applicator | Fine Science Tools | 12031-07 | |
| 7mm wound clips | Fine Science Tools | 12032-07 | Remove 7 to 10 days after surgery |
| Equipment | |||
| OPMI pico microscope | Carl Zeiss | S100 | |
| Thermal cautery unit with fine tip | Geiger | 150A | |
| Heat electronic pad | Cozee Cumfort | n/a | |
| Euroklav 23-S | Melag | n/a | Autoclave |
| Disposable equipment | |||
| 7/O Silk braided suture | Pearsall | 30514 | |
| 10/O Dafilon (polyamide) suture | B-Braun | G1118099 | |
| 6/O Vicryl (plygalectin) | Ethicon | W9537 | |
| Regular bevel needle, 1 inch, 21G | Bection, Dickinson and Company | 305175 | For ureteric anastamosis |
| Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G | Bection, Dickinson and Company | 305122 | |
| Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G | Bection, Dickinson and Company | 304000 | |
| Insulin needle 1ml, 29G | Bection, Dickinson and Company | 324827 | |
| Insulin needle 0.3ml, 30G | Bection, Dickinson and Company | 324826 | |
| 1 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 300184 | |
| 5 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 302187 | |
| Wypall paper swabs | Kimberley-Clark | L40 | sterilised by autoclave |
| Cotton wool buds | Johnson and Johnson | n/a | sterilised by autoclave |
| Plain drapes | Guardian | CB03 | sterilised by autoclave |
| Cell culture dish 60mm x 15mm | Corning Incorporated | 430166 | |
| Dispensing Pin | B-Braun | DP3500L / 413501 | Used with NaCl 0.9% |
| Re-agents and Drugs | |||
| (Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2% | Allergan Ltd | 21956GB10X | |
| (Videne) Povidone-iodine 10% | Ecolab Ltd | PL 04509/0041 | |
| (Vetalar V) Ketamine hydrochloride | Pfizer Animal Health | Vm 42058/4165 | 100mg/ml solution (dose 200mg/kg) |
| (Domitor) Medetomidine hydrochloride | Orion Pharma | Vm 06043/4003 | 1mg/ml (dose 0.5mg/kg) |
| (Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride | Alsto Animal Health | Vm 00063/4002 | 0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg) |
| (Antisedan) Atipamezole hydrochoride | Orion Pharma | Vm 06043/4004 | 5mg/ml (dose 2mg/kg) |
| University of Wisconsin Solution | Belzer Bridge to Life | n/a | dose approximately 500 microlitres/mouse |
| NaCl 0.9% | Baxter | FKE1323 | |
| Heparin Sulphate | non-proprietary | n/a | 5000units/ml (dose 5units/mouse) |
References
- Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin. Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).
- Wolfe, R. A., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).
- Nankivell, B. J., Alexander, S. I. . Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).
- Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. Systematic review of mouse kidney transplantation. Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).
- Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant. Proc. 5, 721-725 (1973).
- Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).
- Qi, F., et al. Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation. Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).
- Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93, 477-484 (2012).
- Jabs, W. J., et al. Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice. Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).
- Lin, T., et al. Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection. Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).
