Фенотипирование мыши легочная функция<em> В Vivo</em> С жизненной емкости легких диффундирующих
Summary
We describe a means to quickly and simply measure the lung diffusing capacity in mice and show that it is sufficiently sensitive to phenotype changes in multiple common lung pathologies. This metric thus brings direct translational relevance to the mouse models, since diffusing capacity is also easily measured in humans.
Abstract
Мышь теперь основной животных используются для моделирования различных легочных заболеваний. Для изучения механизмов, лежащих в основе таких патологий, фенотипические методы необходимы, которые могут количественно патологические изменения. Кроме того, чтобы обеспечить поступательное отношение к модели мыши, такие измерения должны быть тесты, которые можно легко сделать у людей и мышей. К сожалению, в данном литературе несколько фенотипических измерения легочной функции имеют непосредственное применение в организме человека. Одним из исключений является диффузионная емкость для монооксида углерода, который является измерение, которое обычно делается в организме человека. В настоящем докладе мы описываем средства, чтобы быстро и просто измерить этот диффузионной способности у мышей. Процедура включает в себя краткое легких с инфляцией измеряемых газов в наркозом мыши, а затем на время газового анализа 1 мин. Мы протестировали способность этого метода обнаруживать несколько патологий легких, включая эмфизему, фиброз, острого повреждения легких и гриппа игрибковые инфекции легких, а также мониторинг развития легких у молодых щенков. Результаты показывают, значительное снижение всех патологий легких, а также увеличение пропускной способности рассеивающего с легких созревания. Это измерение диффузионной способности легких, таким образом, обеспечивает испытание функции легких, который имеет широкое применение с его способностью обнаруживать структурные изменения фенотипических с большинством существующих патологических моделей легких.
Introduction
Мышь теперь основной животных используются для моделирования различных легочных заболеваний. Для изучения механизмов, которые underly такие патологии, фенотипические методы необходимы, которые могут количественно это патологические изменения. Хотя есть много исследований на мышах, где механики вентиляции оцениваются эти измерения, как правило, не связаны со стандартными оценками легочной функции обычно делается в организме человека. Это печально, так как способность выполнять эквивалентные измерения в мышей и человека в качестве субъекта может способствовать перевод результатов в мышиных моделях человеческой болезни.
Одним из наиболее распространенных и легко из измерений в человеческих субъектов является диффузионная емкость для монооксида углерода (DLCO) 1,2, но это измерение очень редко было сделано на мышах. В тех исследованиях, где было сообщено, 3-7, там не было никаких последующие исследования, в частности, потому, что процедуры часто громоздки или может REquire сложного оборудования. Другой подход заключается в использовании метода CO передыханию в стационарном системы, которая имеет преимущество, которое позволяет измерять CO диффузии в сознании мышей. Однако этот метод является очень громоздким, и результаты могут меняться в зависимости от уровня вентиляции мыши, а также O 2 и CO 2 концентрации 8,9. Эти трудности, кажется, исключает рутинное использование диффузионной способности обнаруживать патологии легких у мышей, несмотря на его несколько преимуществ.
Чтобы обойти проблемы с измерением диффузионной способности у мышей, детали простого способа измерить его у мышей были недавно сообщил 10. Процедура устраняет трудную проблему отбора незагрязненных альвеолярного газа, быстро выборки объем, равный всего вдохновенного газа. Эта процедура приводит к очень воспроизводимого измерения, называемая фактор диффузии для окиси углерода (DFCO), который чувствителен к целому ряду годовыхthologic изменения в фенотипе легких. DFCO, таким образом, рассчитывается как 1 – (CO 9 / CO C) / (Ne 9 / Ne С), где С и 9 индексы относятся к концентрации калибровочных газов Литьевая и газов, удаленных после 9 сек времени задержку дыхания, соответственно. DFCO безразмерная переменная, которая изменяется между 0 и 1, где 1 отражает полное поглощение всего CO и 0 не отражающие поглощение CO.
В этой презентации мы покажем, как сделать это измерение мощности распространении, и как он может быть использован для документирования изменений в почти всех существующих моделях болезни Мышь легких, в том числе эмфиземы, фиброза, острого повреждения легких, вирусные и грибковые инфекции.
Protocol
Representative Results
Discussion
В настоящей работе мы определили новую метрику для количественной оценки газового обмена способность легких мышей. Этот показатель аналогичен диффузионной способности, общей клинической оценки, который измеряет основную функцию легких, то есть его способности газообмена. Диффузион?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
This work was supported by NIH HL-10342
Materials
| Gas Chromatograph | Inficon | Micro GC Model 3000A | Agilent makes a comparable model |
| 18 g Luer stub needle | Becton Dickenson | Several other possible vendors | |
| 3 mL plastic syringe | Becton Dickenson | Several other possible vendors | |
| Polypropylene gas sample bags | SKC | 1 or 2 liter capacity works well | Other gas tight bags will work well |
| Gas tank, 0.3% Ne,0.3% CO, balance air; (size ME) | Airgas, Inc | Z04 NI785ME3012 | This is the standard mixture used for DLCO in humans |
| 25 TCID50/mouse of influenza virus A/PR8 diluted in phosphate buffered saline. | |||
| Porcine pancreatic elastase | Elastin Products, Owensville, MO | 5.4 U | |
| Bleomycin | APP Pharmaceuticals, Schaumburg, IL | 0.25 U | |
| Escherichia coli LPS8 | Sigma L2880 | 3 μg/g body weight; O55:B5 | |
| Aspergillus fumigatus (isolate Af293) conidia were collected from mature colonies grown on potato dextrose agar. |
References
- Ogilvie, C. M., Forster, R. E., Blakemore, W. S., Morton, J. W. A standardized breath holding technique for the clinical measurement of the diffusing capacity of the lung for carbon monoxide. J Clin Invest. 36 (1 Pt 1), 1-17 (1957).
- Miller, A., Warshaw, R., Nezamis, J. Diffusing capacity and forced vital capacity in 5,003 asbestos-exposed workers: Relationships to interstitial fibrosis (ILO profusion score) and pleural thickening. Am J Ind Med. 56 (12), 1383-1393 (2013).
- Enelow, R. I., et al. Structural and functional consequences of alveolar cell recognition by CD8(+) T lymphocytes in experimental lung disease. J Clin Invest. 102 (9), 1653-1661 (1998).
- Hartsfield, C. L., Lipke, D., Lai, Y. L., Cohen, D. A., Gillespie, M. N. Pulmonary mechanical and immunologic dysfunction in a murine model of AIDS. Am J Physiol. 272 (4 Pt 1), 699-706 (1997).
- Wegner, C. D., et al. Intercellular adhesion molecule-1 contributes to pulmonary oxygen toxicity in mice: role of leukocytes revised. Lung. 170 (5), 267-279 (1992).
- Reinhard, C., et al. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome. 13 (8), 429-437 (2002).
- Sabo, J. P., Kimmel, E. C., Diamond, L. Effects of the Clara cell toxin, 4-ipomeanol, on pulmonary function in rats. J Appl Physiol. 54 (2), 337-344 (1983).
- Depledge, M. H. Respiration and lung function in the mouse, Mus musculus (with a note on mass exponents and respiratory variables). Respir Physiol. 60 (1), 83-94 (1985).
- Depledge, M. H., Collis, C. H., Barrett, A. A technique for measuring carbon monoxide uptake in mice. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 7 (4), 485-489 (1981).
- Fallica, J., Das, S., Horton, M. R., Mitzner, W. Application of Carbon Monoxide Diffusing Capacity in the Mouse Lung. J Appl Physiol. 110 (5), 1455-1459 (2011).
- Chaudhary, N., Datta, K., Askin, F. B., Staab, J. F., Marr, K. A. Cystic fibrosis transmembrane conductance regulator regulates epithelial cell response to Aspergillus and resultant pulmonary inflammation. Am J Respir Crit Care Med. 185 (3), 301-310 (2012).
- Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. J Appl Physiol. 90 (3), 1111-1117 (2001).
- Yildirim, A. O., et al. Palifermin induces alveolar maintenance programs in emphysematous mice. Am J Respir Crit Care Med. 181 (7), 705-717 (2010).
- Collins, S. L., Chan-Li, Y., Hallowell, R. W., Powell, J. D., Horton, M. R. Pulmonary vaccination as a novel treatment for lung fibrosis. PLoS One. 7 (2), e31299 (2012).
- Alessio, F. R., et al. CD4+CD25+Foxp3+ Tregs resolve experimental lung injury in mice and are present in humans with acute lung injury. J Clin Invest. 119 (10), 2898-2913 (2009).
- Martinez, F. J., et al. The clinical course of patients with idiopathic pulmonary fibrosis. Ann Intern Med. 142 (12 Pt 1), 963-967 (2005).
- Zhou, L., et al. Correction of lethal intestinal defect in a mouse model of cystic fibrosis by human CFTR. Science. 266 (5191), 1705-1708 (1994).
