Summary

Konstruert vaskulariserte Muscle Flap

Published: January 11, 2016
doi:

Summary

To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps.

Abstract

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen supply to the cell microenvironment, as passive diffusion is limited to a very thin layer. Although various materials have been described to restore the integrity of full-thickness defects of the abdominal wall, no material has yet proved to be optimal, due to low graft vascularization, tissue rejection, infection, or inadequate mechanical properties. This protocol describes a means of engineering a fully vascularized flap, with a thickness relevant for muscle tissue reconstruction. Cell-embedded poly L-lactic acid/poly lactic-co-glycolic acid constructs are implanted around the mouse femoral artery and vein and maintained in vivo for a period of one or two weeks. The vascularized graft is then transferred as a flap towards a full thickness defect made in the abdomen. This technique replaces the need for autologous tissue sacrifications and may enable the use of in vitro engineered vascularized flaps in many surgical applications.

Introduction

Bukveggen defekter ofte oppstå etter alvorlige traumer, kreftbehandling, brannsår og fjerning av infisert mesh. Disse feilene ofte innebære betydelig vevstap, krever kompliserte kirurgiske prosedyrer og presentere en stor utfordring for plast gjenoppbygging kirurger 1-4. Tissue engineering forskere som søker nye kilder for kunstig vev har utforsket ulike materialer, celle kilder og vekstfaktorer. Vellykkede restaureringer i forskjellige vev, slik som 5,6 trachea, blære 7, 8 hornhinne, bein 9 og 10 hud, ved implantering av konstruerte vev ble tidligere rapportert. Men fabrikasjon av en tykk vascularized konstruert vev, spesielt for rekonstruksjon av store mangler, er fortsatt en betydelig utfordring i tissue engineering.

En av de viktigste faktorene som begrenser tykkelsen av et levedyktig vev konstruksjon er kontroll av oksygentilførselen til sine ulempertituent celler. Ved å stole på diffusjon, konstruere tykkelse er begrenset til den for et meget tynt sjikt. Den maksimale avstanden mellom oksygen- og nærings leverer blodkar in vivo er omtrent 200 mikrometer, som korrelerer med diffusjon grensen for oksygen 11,12. Utilstrekkelig vaskularisering kan resultere i vev iskemi og eskalere til vev resorpsjon eller nekrose 13.

I tillegg må det ideelle materialet som brukes for vev rekonstruksjon være biokompatible og ikke-immunogene. Det må også være istand til å fremme ytterligere integrering av vertsceller med biomateriale, og opprettholde strukturell integritet. Ulike biologiske 14-16 og syntetiske 1,17,18 matriser har tidligere blitt undersøkt for vev rekonstruksjon, men deres bruk fortsatt begrenset på grunn av mangel på effektive blodtilførsel, infeksjoner eller utilstrekkelig vev styrke.

I denne studien ble en biokompatibel, celle-embedded stillas består av Food and Drug Administration (FDA) -godkjent poly L-melkesyre (PLLA) / poly melkesyre-co-glykolsyre (PLGA), ble implantert rundt femoral arterie og vene (AV) fartøy av en naken mus og atskilt fra omkringliggende vev, som sikrer vaskularisering fra AV-bare kar. En uke etter implantasjon, pode var levedyktig, tykt og godt vaskularisert. Dette tykke vaskularisert vev med AV-fartøy, ble deretter overført som en pedicled klaff til en abdominal full tykkelse defekt i samme mus. En uke etter overføring, klaffen var levedyktig, vaskularisert og godt integrert med den omkringliggende vev, bærer tilstrekkelig styrke til å støtte abdominal viscera. Dermed blir konstruert tykk, vaskularisert vev klaff, som bærer en autolog pedicle, presenterer en ny fremgangsmåte for reparasjon av full tykkelse bukveggen defekter.

Protocol

Alle dyrestudier ble godkjent av Committee of Ethics of Animal Experiments av Technion. For denne prosedyren, ble atymiske nakne mus brukes for å unngå immunologisk avvisning. Hvis du bruker en annen type mus, bør musene barberes før det kirurgiske inngrepet og administrasjon av ciklosporin (eller en annen anti-avvisning innbytter) anbefales. 1. Bygge Forberedelse og Cell Inkludering Forbered stillas består av 1: 1-blanding av poly-L-melke-syre (PLLA) og polymelkesyre-ko-glyk…

Representative Results

Graft vaskularisering og perfusjon in vivo Grafts ble implantert en eller to uker før sin overføring som aksiale flaps. På en og to uker etter implantasjon, brutto observasjon av pode området avslørte levedyktige og vaskulariserte vev grafts. Disse grafts viste seg å være svært vaskularisert, som bestemmes av CD31 positive immunfarging (figur 1A), og meget perfusert, som gjenspeiles av FITC-dekstran halevene-injeksjon og ultralydmålinger. Mange skip som all…

Discussion

Fremskritt innen tissue engineering har blitt møtt med en økende etterspørsel etter erstatning vev for rekonstruksjon av ulike vevstyper. En rekke syntetiske 1,17,18 og biologiske 14-16 materialer samt fabrikasjon metoder har blitt testet for deres evne til å møte disse kravene. Men til tross for fremgang i klinisk arbeid og i tissue engineering, restaurering av full tykkelse bukveggen defekter er fortsatt en utfordring. En vev tilstrekkelig for rekonstruksjon av slike massive defekter må væ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This research was supported by the FP7 European Research Council Grant 281501, ENGVASC.

Materials

small fine straight scissors Fine Science Tools (FST) 14090-09
spring scissors Fine Science Tools (FST) 15003-08
straight forceps with fine tip Fine Science Tools (FST) 11251-20
serrated forceps  Fine Science Tools (FST) 11050-10
needle holder Fine Science Tools (FST) 12500-12
Small vessel cauterizer  Fine Science Tools (FST) 18000-00
Duratears Alcon 5686
Sedaxylan Euravet DJ03
Clorketam 1000 Vetoquinol 4A0726B
Buprenorphine vetmarket B15100
4-0 silk sutures Assut sutures 647
6-0 polypropylene sutures Assut sutures 9351F
8-0 silk sutures Assut sutures 684568
Insulin syringe (6mm needle) BD 324911
Vevo 2100 high-resolution ultrasound system VisualSonics inc.
MS250 non-linear transducer VisualSonics inc.
Micromarker non-targeted contrast agent VisualSonics inc. VS-11694
tail vein catheter VisualSonics inc. VS-11912
Vevo 2100 software VisualSonics inc.
fluorescein isothiocyanate-conjugated dextran Sigma FD500S
Matlab Mathworks, MA, USA
Kimwipes Kimtech 34120
antigen unmasking solution Vector laboratories H-3300
anti-CD31 antibody Abcam  ab28364
biotinylated goat anti-rabbit (secondary) antibody Vector laboratories BA-1000
streptavidin-peroxidase Jackson  016-030-084
Mayer's hamatoxylin solution Sigma-Aldrich MHS-16
aminoethylcarbazole (AEC) substrate kit Life technologies, Invitrogen  00-2007
Vectamount Vector laboratories H-5501

References

  1. Engelsman, A. F., van der Mei, H. C., Ploeg, R. J., Busscher, H. J. The phenomenon of infection with abdominal wall reconstruction. Biomaterials. 28 (14), 2314-2327 (2007).
  2. De Coppi, P., et al. Myoblast-acellular skeletal muscle matrix constructs guarantee a long-term repair of experimental full-thickness abdominal wall defects. Tissue Eng. 12 (7), 1929-1936 (2006).
  3. Shi, C., et al. Regeneration of full-thickness abdominal wall defects in rats using collagen scaffolds loaded with collagen-binding basic fibroblast growth factor. Biomaterials. 32 (3), 753-759 (2011).
  4. Yezhelyev, M. V., Deigni, O., Losken, A. Management of full-thickness abdominal wall defects following tumor resection. Ann Plast Surg. 69 (2), 186-191 (2012).
  5. Macchiarini, P., Walles, T., Biancosino, C., Mertsching, H. First human transplantation of a bioengineered airway tissue. J Thorac Cardiovasc Surg. 128 (4), 638-641 (2004).
  6. Macchiarini, P., et al. Clinical transplantation of a tissue-engineered airway. Lancet. 372 (9665), 2023-2030 (2008).
  7. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
  8. Nishida, K., et al. Corneal reconstruction with tissue-engineered cell sheets composed of autologous oral mucosal epithelium. N Engl J Med. 351 (12), 1187-1196 (2004).
  9. Petite, H., et al. Tissue-engineered bone regeneration. Nat Biotechnol. 18 (9), 959-963 (2000).
  10. Banta, M. N., Kirsner, R. S. Modulating diseased skin with tissue engineering: actinic purpura treated with Apligraf. Dermatol Surg. 28 (12), 1103-1106 (2002).
  11. Vunjak-Novakovic, G., et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (2), 169-187 (2010).
  12. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Advanced Drug Delivery Reviews. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  13. Lesman, A., Gepstein, L., Levenberg, S. Vascularization shaping the heart. Ann N Y Acad Sci. 1188, 46-51 (2010).
  14. Patton Jr, H., Berry, S., Kralovich, K. A. Use of human acellular dermal matrix in complex and contaminated abdominal wall reconstructions. The Am J of Surg. 193 (3), 360-363 (2007).
  15. Menon, N. G., et al. Revascularization of human acellular dermis in full-thickness abdominal wall reconstruction in the rabbit model. Ann Plast Surg. 50 (5), 523-527 (2003).
  16. Buinewicz, B., Rosen, B. Acellular cadaveric dermis (AlloDerm): a new alternative for abdominal hernia repair. Ann Plast Surg. 52 (2), 188-194 (2004).
  17. Bringman, S., et al. Hernia repair: the search for ideal meshes. Hernia. 14 (1), 81-87 (2010).
  18. Meintjes, J., Yan, S., Zhou, L., Zheng, S., Zheng, M. Synthetic biological and composite scaffolds for abdominal wall reconstruction. Exp rev of med dev. 8 (2), 275-288 (2011).
  19. Cheng, G., et al. Engineered blood vessel networks connect to host vasculature via wrapping-and-tapping anastomosis. Blood. 118 (17), 4740-4749 (2011).
  20. Shandalov, Y., et al. An engineered muscle flap for reconstruction of large soft tissue defects. PNAS of the USA. 111 (16), 6010-6015 (2014).
  21. Zhang, T. Y., Suen, C. Y. A fast parallel algorithm for thinning digital patterns. Commun. ACM. 27 (3), 236-239 (1984).
  22. Luna, L. G., Luna, L. G. . Manual of Histo Stain Meth ; of the Arm Forcs Inst of Path. , (1968).
  23. Choi, J. H., et al. Adipose tissue engineering for soft tissue regeneration. Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (4), 413-426 (2010).
  24. Bellows, C. F., Alder, A., Helton, W. S. Abdominal wall reconstruction using biological tissue grafts: present status and future opportunities. Exp rev of med dev. 3 (5), 657-675 (2006).
  25. Caspi, O., et al. Tissue engineering of vascularized cardiac muscle from human embryonic stem cells. Circ Res. 100 (2), 263-272 (2007).
  26. Kaufman-Francis, K., Koffler, J., Weinberg, N., Dor, Y., Levenberg, S. Engineered vascular beds provide key signals to pancreatic hormone-producing cells. PloS one. 7 (7), e40741 (2012).
  27. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization–the conduit to viable engineered tissues. Tiss eng. Part B, Reviews. 15 (2), 159-169 (2009).
  28. Koffler, J., et al. Improved vascular organization enhances functional integration of engineered skeletal muscle grafts. PNAS of the USA. 108 (36), 14789-14794 (2011).
  29. Lesman, A., et al. Transplantation of a tissue-engineered human vascularized cardiac muscle. Tisseng. Part A. 16 (1), 115-125 (2010).
  30. Levenberg, S., et al. Engineering vascularized skeletal muscle tissue. Nat Biotechnol. 23 (7), 879-884 (2005).
  31. Bearzi, C., et al. PlGF-MMP9-engineered iPS cells supported on a PEG-fibrinogen hydrogel scaffold possess an enhanced capacity to repair damaged myocardium. Cell death & disease. 5, e1053 (2014).
  32. Zhang, M., et al. SDF-1 expression by mesenchymal stem cells results in trophic support of cardiac myocytes after myocardial infarction. FASEB J : official publication of the .Fed Am Soc Exp Biol. 21 (12), 3197-3207 (2007).
  33. Dvir, T., et al. Prevascularization of cardiac patch on the omentum improves its therapeutic outcome. PNAS. 106 (35), 14990-14995 (2009).
  34. Marsano, A., et al. The effect of controlled expression of VEGF by transduced myoblasts in a cardiac patch on vascularization in a mouse model of myocardial infarction. Biomaterials. 34 (2), 393-401 (2013).
  35. Rufaihah, A. J., et al. Enhanced infarct stabilization and neovascularization mediated by VEGF-loaded PEGylated fibrinogen hydrogel in a rodent myocardial infarction model. Biomaterials. 34 (33), 8195-8202 (2013).
  36. Nillesen, S. T. M., et al. Increased angiogenesis in acellular scaffolds by combined release of FGF2 and VEGF. J of Contr Release. 116 (2), e88-e90 (2006).
  37. Sekine, H., et al. In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels. Nat Commun. 4, 1399 (2013).
  38. Tee, R., et al. Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats. Tiss eng. Part A. (19-20), 1992-1999 (2012).
  39. Morritt, A. N., et al. Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber. Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).
check_url/52984?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Egozi, D., Shandalov, Y., Freiman, A., Rosenfeld, D., Ben-Shimol, D., Levenberg, S. Engineered Vascularized Muscle Flap. J. Vis. Exp. (107), e52984, doi:10.3791/52984 (2016).

View Video