抗ウイルス化合物の同定および評価のための早期のウイルス侵入アッセイ

Summary

Here, we present a protocol that examines specific steps of the viral entry to identify and evaluate novel antiviral agents.

Abstract

Cell-based systems are useful for discovering antiviral agents. Dissecting the viral life cycle, particularly the early entry stages, allows a mechanistic approach to identify and evaluate antiviral agents that target specific steps of the viral entry. In this report, the methods of examining viral inactivation, viral attachment, and viral entry/fusion as antiviral assays for such purposes are described, using hepatitis C virus as a model. These assays should be useful for discovering novel antagonists/inhibitors to early viral entry and help expand the scope of candidate antiviral agents for further drug development.

Introduction

Viral infections are a constant threat to the public health and a significant cause of epidemic diseases, morbidity, and deaths worldwide. Specific modes of control against viral infections include vaccine development and antiviral therapies. While vaccine efforts have proven successful in immunizing against several viruses, many viral pathogens remain without a protective vaccine including dengue virus (DENV), human cytomegalovirus (HCMV), hepatitis C virus (HCV), human immunodeficiency virus (HIV), and respiratory syncytial virus (RSV)^1-5. Antivirals, on the other hand, play an important role for the management of these viral infections when prophylactic vaccines are unavailable. However, to date, only few licensed and cost-effective antiviral drugs are available compared to the number of viral pathogens that threatens the public health. More importantly, due to an increase in global travel and rapid urbanization, the situation is aggravated by risks of epidemic outbreaks from emerging/re-emerging viral infections that are being introduced into non-indigenous areas⁶. Recent outbreaks caused by severe acute respiratory syndrome (SARS) virus, influenza viruses (H1N1, H5N1, H3N2, and H7N9), DENV, West Nile virus (WNV), measles virus (MV), Middle East Respiratory Syndrome (MERS) virus, and Ebola virus^6-12 are among the examples reflecting the need for antivirals development when immunization and/or therapeutics are unavailable. In addition, there is always a potential risk of generating drug-resistant infections with currently used antivirals. Thus, the continuous development and expansion of the scope of antivirals to these emerging/re-emerging viral infections are necessary to provide better management strategies and safeguard the public health.

Most antiviral therapies consist of direct acting antivirals (DAAs) which target a specific viral protein or cofactor that mediates important steps in the viral life cycle. For example, the nucleoside analogue Acyclovir inhibits herpesvirus DNA polymerase, protease inhibitors Boceprevir and Telaprevir antagonize the HCV NS3, and Oseltamivir and Zanamivir are neuraminidase inhibitors that block the release of influenza virus particles from infected cells^13-15. There are however very few licensed viral entry inhibitors including Enfuvirtide, which targets HIV gp41 to prevent fusion, and Maraviroc, which blocks the HIV co-receptor CCR5, thereby preventing viral entry¹⁶. Exploring novel antagonists/inhibitors to viral entry could help provide additional therapeutics for prophylactic or therapeutic use, such as in combination with other antivirals with a different mechanism of action to better manage viral infections^17-19.

Identification of antivirals can involve structure-guided drug design and candidate drug screening-based strategy. Methods for assessing antiviral activity of test agents include biochemical assays of enzymatic activity and evaluation by cell-based systems^20-23. In cell-based systems, the viral life cycle can be dissected into distinct stages of infection, such as entry events (attachment, fusion, uncoating), the replication phase (viral genome replication and protein translation), and virion egress (assembly, maturation, and release). Since the assays can be adapted to investigate each specific stage using various tools and methods, this approach allows identification/examination of potential candidate antivirals with a specific mechanism of action targeting the distinct stage analyzed. For instance, to analyze drug effect specifically on the free virus particles prior to binding to the host cell, a ‘viral inactivation assay’ can be performed. In this assay, the virus is allowed to incubate with the test drug and then diluted to titrate out the drug before infecting a cell monolayer. Additional steps such as viral attachment and entry/fusion stages can also be analyzed individually, by shifting the temperature during the infection. For many enveloped viruses, viral entry/fusion at the host cell membrane is greatly facilitated at 37 °C, but is typically precluded at 4 °C which does not affect virus binding^24-29. Finally, the use of reporter viruses or cell systems could facilitate these studies and permit a high-throughput analysis.

We previously employed the cell-based approach and dissected the early entry of various enveloped viruses for the examination of antiviral compounds that potentially antagonize viral entry^30,31. Herein, the various methods used, including viral inactivation, viral attachment, and viral entry/fusion assays, are described.

Protocol

注：細胞培養​​およびウイルス感染に関連するすべての手続きが処理されたサンプルのバイオセーフティーレベルに適した認定バイオセーフティフードに行われていることを確認してください。プロトコルを説明する目的のために、ガウシアルシフェラーゼレポータータグ付きHCVモデルウイルス32として使用されます。代表的な結果との関連では、化合物chebulagic酸（CHLA）とpunicalagin（PUG）を早期にウ ​​イルスの侵入31ステップの間に細胞表面グ ​​リコサミノグリカンとウイルス糖タンパク質相互作用を標的とする候補抗ウイルス剤として使用されています。多くのウイルス30,31,33,34の進入を妨害することが知られているヘパリンは、このような状況における陽性対照処理として使用されます。基本的なウイルス学技術の背景、ウイルスの増殖、ウイルス力価の決意、そしてプラーク形成単位で感染用量（PFU）の発現のために、形成単位（FFU）、または感染（MOI）を多数集中、読者は再です35を参照するように移し。前の例と代表的な結果に示されているウイルスを使用する最適化された条件のために、読者は 、表1、図1A、図2Aに記載されている参考文献30-32,36-39などの詳細に言及されます。 1.細胞培養、化合物の調製、および化合物の細胞毒性分析されるウイルス感染システム（ 表1）のためのそれぞれの細胞株を成長させます。 HCVについては、ダルベッコ改変イーグル培地（DMEM）、10％ウシ胎児血清（FBS）を補充した、200 U / mlのペニシリンG、200 / mlのストレプトマイシン、および0.5 / mlの中のHuh-7.5細胞は、アムホテリシンBを成長しますそれぞれの溶媒を用いて、試験化合物およびコントロールを準備する：例えば、ジメチルスルホキシド（DMSO）にCHLAとPUGを溶解します。無菌二重蒸留水にヘパリンを準備します。後続のすべての希釈のために、培養培地を使用しています。 注：最後のコンセント試験化合物治療におけるDMSOの比は、実験には1％未満です。 1％のDMSOを比較するためのアッセイで陰性対照処理として含まれています。 そのようなXTT（2,3-ビス[2-メトキシ-4-ニトロ-5-スルホフェニル]などの試薬 ​​を決定する細胞生存率を使用して、ウイルス感染細胞に対する試験化合物（例えば、CHLAとPUG）の細胞毒性を決定します-5-フェニルアミノ）カルボニル] -2H-テトラゾリウムヒドロキシド）。 HCVについては、96ウェルプレート（ウェル当たり1×10 4細胞 ）中のHuh-7.5細胞を播種し、単層を得るために、5％CO 2インキュベータO / N中で37℃でインキュベートします。 三連で培養ウェルにDMSOコントロール（1％）または試験化合物のCHLAとPUGの濃度の増加（例：0、10、50、100、および500μM）を適用します。 その後、72時間37℃でインキュベートし、プレート中の培地を廃棄し、二回リン酸緩衝生理食塩水を200μl（PBS）で細胞を洗浄します。 assayin100μlのを追加Gの各ウェルにXTTベースのインビトロ毒性アッセイキットからの溶液とXTTをホルマザンの生産を可能にするために、別の3時間37℃で培養します。 492 nmでのテスト波長でマイクロプレートリーダーおよび690nmでの参照波長で吸光度を決定します。 ここで、「時」と試験化合物と溶媒対照（元の吸光度を参照してください」と」、細胞生存率（％）=×100％として、/で1％のDMSO：次の式を用いて細胞の生存率を計算します。それぞれ）の治療、。製造業者のプロトコルに従って、このようなグラフパッドプリズムなどの分析ソフトウェアから試験化合物の50％細胞傷害（CC 50）の濃度を決定します。 ウイルス感染の2読み出し注意：ウイルス感染の読み出しが用いられるウイルスのシステムに依存し、そのようなプラークアッセイやMEAなどの方法を含むことができますレポータータグ付きウイルスからのレポーターシグナルをジューリング。ルシフェラーゼレポーター活性に基づくレポーターHCV感染を検出するための方法について説明します。 感染したウェルからの上清を収集し、4℃で5分間、微量で17000×gで明らかにする。 ガウルシフェラーゼアッセイキットからのルシフェラーゼ基質の50μlにテスト20μlの上清を混合し、直接製造元の指示に従って、ルミノメーターで測定します。 ウイルス阻害（％）を決定するための相対的光単位（RLU）のlog 10として HCV感染を発現し、そして製造業者のプロトコルに従ってグラフパッドプリズムソフトウェアアルゴリズムを用いてHCV感染に対する試験化合物の50％有効濃度（EC 50）を計算します 。 3.ウイルス不活性化アッセイ注：さまざまなウイルスの潜伏期間およびウイルス用量の例としてA図1Aに記載されている再。ウイルスのより高い濃度もMOI / PFUを増加させることによって試験することができます。 シードホ- 7.5 96ウェルプレート中の細胞（ウェル当たり1×10 4細胞 ）と単層を得るために、5％のCO 2インキュベーター中、37℃でO / Nインキュベートします。 試験化合物またはコントロールインキュベート（最終濃度は以下のとおりです。CHLAを= 50μM; PUG = 50μM;ヘパリン=千/ mlの; DMSO = 1％）、37℃（ 図1AでのHCV粒子と、「長期」 ）1：1の比率。例えば、1×10 4 FFUを含む100μlのウイルス接種物に、100μMのCHLA作業希釈液100μlを追加します。これは、50μMの最終濃度でCHLA治療をもたらします。 試験化合物の「準治療」（無効）濃度のウイルス – 薬物混合物を希釈します。例えば、HCVに対するCHLAとPUGの非有効濃度は1μM31です。故にこれは、基本培地の9.8 mlの（2％FBSでの細胞培養培地）を用いて達成することができるウイルス – 薬物混合物の50倍希釈を必要とします。 注：サブ治療濃度に希釈が、試験化合物と宿主細胞表面との間に有意な相互作用を防止し、無細胞ビリオンに対する治療効果の検討を可能にします。この希釈は、特定のウイルス感染に対する試験化合物の抗ウイルス用量応答に依存して、この特定のアッセイ31を実行する前に決定されることに留意されたいです。 比較のために、試験化合物とウイルスを混合し、直ちにサブ治療濃度感染前に（ 図1A、「短期」）に（何の潜伏期間）を希釈していません。 （ウイルスの量は、1×10 2 FFUになりました;最終MOI = 0.01）ホ-7.5細胞単層上に希釈したHCV-薬物混合物の100μlを添加して、ウイルスを可能にするために、37℃で3時間インキュベート吸着。 感染後、希釈された接種物を除去し、軽く二回200μlのPBSでウェルを洗浄します。 注：細胞を持ち上げ避けるために静かに洗浄液を実行します。 各ウェルに基礎培地100μlを適用し、72時間、37℃でインキュベートします。 2 'で説明したようにルシフェラーゼ活性のために上清をアッセイすることによって生じた感染を分析。ウイルス感染の読み出し」。 4.ウイルスの付着アッセイ注：さまざまなウイルスの潜伏期間およびウイルス用量の例は、 図2Aに記載された「添付」されています。ウイルスのより高い濃度もMOI / PFUを増加させることによって試験することができます。 シードホ- 7.5 96ウェルプレート中の細胞（ウェル当たり1×10 4細胞 ）と単層を得るために、5％のCO 2インキュベーター中、37℃でO / Nインキュベートします。 4°C FOでプレート中の細胞単層を事前に冷やしますR 1時間。 HCV接種（MOI = 0.01）を有する細胞と試験化合物またはコントロール共同治療（最終濃度は以下のとおりです。= 50μMCHLAを、PUG = 50μM;ヘパリン=1,000μgの/ mlの; DMSO = 1％）、4℃でのために3時間。例えば、1×10 2 FFUを含む90μlのウイルス接種物に、500μMのCHLA作業希釈液10μlを添加します。これは、50μMの最終濃度と細胞単層にMOI = 0.01でHCVによる感染でCHLA治療をもたらします。 注：これは、ウイルスの結合を可能にするが、最も効率的に、37℃で発生したエントリを排除するので、それは4℃で実験を行うことが重要です。温度を4℃に維持されることを保証するために氷と4℃の冷蔵庫で続くインキュベーションにウイルスおよび試験化合物の添加を行います。 上清を除去し、優しく二回氷冷PBS200μlで細胞単層を洗浄します。 注：細胞を持ち上げ避けるために静かに洗浄液を実行します<。/ LI> 各ウェルに基礎培地100μlを適用し、72時間、37℃でインキュベートします。 2 'で説明したようにルシフェラーゼ活性のために上清をアッセイすることによって生じた感染を分析。ウイルス感染の読み出し」。 5.ウイルスの侵入/融合アッセイ注：インキュベーション期間および種々のウイルスのためのウイルスの投与量の例は、 図2（a）「侵入/融合」に記載されています。ウイルスのより高い濃度もMOI / PFUを増加させることによって試験することができます。 シードホ- 7.5 96ウェルプレート中の細胞（ウェル当たり1×10 4細胞 ）と単層を得るために、5％のCO 2インキュベーター中、37℃でO / Nインキュベートします。 1時間4℃でプレート中の細胞単層を事前に冷やし。 3時間、4℃で、HCVを有する細胞（MOI = 0.01）に感染。例えば、1×10 2 FFUを含む100μlのウイルス接種物を使用しています。 注意：ADDIを実行氷の上でウイルス接種し、ウイルス結合ではなく、エントリを許可し、4℃、温度を維持するために4℃の冷蔵庫でその後のインキュベーション化。 上清を除去し、優しく二回氷冷PBS200μlで細胞単層を洗浄します。 注：細胞を持ち上げ避けるために静かに洗浄液を実行します。 （最終濃度は以下のとおりです。PUG = 50μM;ヘパリン=千/ mlの、CHLA =50μMのDMSO = 1％）の試験化合物またはコントロールでウェルを治療し、3時間37℃でインキュベートします。たとえば、メディアの90μlに500μMのCHLAワーキング希釈液10μlを加え混ぜ、ウェルを扱います。これは、50μMの最終濃度でCHLA治療をもたらします。 注：37℃〜4℃からのシフトは現在、ウイルスの侵入/融合事象を容易にし、したがって、この特定のステップの試験化合物」効果の評価を可能にします。 薬物含有上清を吸引除去し、非内在化を削除クエン酸緩衝液（50mMクエン酸ナトリウム、4mMの塩化カリウム、pHは3.0）または200μlのPBSのいずれかで洗浄することにより細胞外ウイルス。 72時間37℃でインキュベートする前に、基礎培地100μlを適用します。 2 'で説明したようにルシフェラーゼ活性のために上清をアッセイすることによって生じた感染を分析。ウイルス感染の読み出し」。

Representative Results

図1では 、「ウイルス不活性化アッセイは、「2つの特定の天然化合物CHLAとPUGは、細胞のない状態で別のエンベロープウイルスを不活性化し、その後の感染を防止することができるかどうかを調べるために行きました。細胞毒性化合物及びこれらの化合物の抗ウイルス用量応答は、従来の機構的研究31を実行することに決定しました。ウイルスは、試験化合物で前処理し、その後、ウイル​​ス薬の混合物は、各ウイルスシステムのそれぞれの細胞単層に接種する前に、副治療濃度に希釈しました。 図1に示すように 、CHLAとPUG両方がその後の感染から細胞単層を保護不可逆的効果をもたらす、無細胞ビリオンと相互作用するように思われました。 80％ブロックMV及びRSVに対して観測された – 60に対し2つの試験化合物は、HCMV、HCV、およびDENV-2に対してほぼ100％の阻害を達成しました。これらの結果はsuggEST CHLAとPUGは、それらを不活性化し、その感染性を中和することにより、これらの無料のウイルス粒子に直接的な影響を持っていること。 図2では 、添付ファイル、および侵入/融合アッセイは、HCMV、HCV、DENV-2、MV、およびRSVからこれらの初期のウイルスの侵入関連イベントに対してCHLAとPUGの影響を調査するために実施しました。 CHLAとPUGの両方が効果的に得られたウイルス感染の阻害（：灰色のバーを点灯図2、「添付ファイル」）によって示されるように、それぞれの宿主細胞に調査し、ウイルスの結合を防ぎます。 100％ -両方の化合物によるウイルスの添付ファイルに対する抑制効果は90に至るまで、HCMV（ 図2B）、HCV（図2C）、DENV-2（図2D）、およびRSV（ 図2F）に対して同様でした。一方、PUGはTWの阻害率と、（ 図2E）結合MV CHLAに対してより効果的であると思われました80％ – O化合物は、50の間で変化します。多くのウイルスの侵入を阻止することが知られている制御処理ヘパリンもまた、阻害さHCMVの付着、DENV-2、RSV、広告MVが、HCVに対してあまり効率的でした。その後の「ウイルスの侵入/融合アッセイは、「CHLAとPUGは、ウイルスの侵入/融合相中にその活性を保持しているか否かを調べた（ 図2、「侵入/融合」：暗い灰色のバー）。それぞれの細胞単層の90％保護効果- 50を得、 -ここでも、CHLAとPUGの両方を効果的に（F図2B）を調べ、ウイルスのウイルスの侵入/融合ステップを損なうことが観察されました。 DENV-2のヘパリンも強力に阻害侵入/融合およびRSV感染症が、HCMV、HCV、及びMV（平均の<40％阻害）に対してあまり有効でした。 このウイルス細胞型 HCMV <TD> HEL HCV ホ – 7.5 DENV-2 ベロ MV CHO-SLAM RSV HEp-2 表1：ウイルス感染のための宿主細胞型の代表的な結果で説明した各ウイルス感染システムに用いられる細胞型が示されています。細胞に関するさらなる詳細は、参考文献31に見出すことができます。 図1.試験化合物のCHLAとPUGによるウイルス感染の不活性化の異なるウイルスが長期間にわたって試験化合物で処理した。（1.5インキュベート-滴定前に3時間、ライトグレーの棒グラフ）または短期間（すぐに希釈し、濃い灰色サブ治療concentraに希釈前の37℃でのバー）ると、各宿主細胞に感染のその後の分析最終ウイルス濃度（左図）実験（A）回路図（PFU /ウェルまたはMOI）、長期ウイルス薬のインキュベーション期間（I）および（ii）その後のインキュベーション時間は、右側のテーブル内の各ウイルスのために示しました。 （B）HCMV、（C）HCVの分析は、（D）DENV-2、（E）MV、及び（F）RSVは、各追加のパネルに示されています。結果は、3回の独立した実験からの平均（SEM）の標準誤差±手段は、ウイルス感染のDMSO陰性対照処理と示されたデータに対してプロットされています。この図は、参照31から変更されている。 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 図2.ウイルスの付着および侵入/融合に対する試験化合物のCHLAとPUGの抗ウイルス活性の評価。（A）実験手順、ウイルス濃度（PFU /ウェルまたはMOI）、および試験化合物との付加及び処理の時間（I、II、III）は回路図および関連する表に各ウイルスのために提示されています。ウイルス付着分析（薄い灰色の棒）において、異なる細胞型の単層を、4℃でそれぞれのウイルスおよび試験化合物と同時処理し、その後、1時間4℃で予め冷却した（1.5 – 3時間; I）その後のインキュベーションのために接種し、および試験化合物を洗浄する前に、（37℃; ii）及びウイルス感染の検査。ウイルスの侵入/融合分析（濃い灰色の棒）で、シードされた細胞の単層は、1時間4℃で予備冷却し、次いで1.5 4℃でそれぞれのウイルスでチャレンジ – 3時間（I）。次いで、細胞を洗浄し、温度がウイルス侵入/融合事象を促進するために37°Cに移行した時に追加のインキュベーション期間のための試験化合物（II）で処理しました。インキュベーションの終わりに、細胞外のウイルスは、いずれのクエン酸緩衝液（pH 3.0）またはPBS洗浄によって除去し、細胞をさらにウイルス感染の分析のために（III）でインキュベートしました。 （B）HCMV、（C）HCVについての結果は、（D）DENV-2、（E）MV、及び（F）RSVは、各追加のパネルに示されています。データは、ウイルス感染のDMSO陰性対照処理に対してプロットされており、3つの独立した実験からの平均±SEMとして示されます。この図は、参照31から変更されている。 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。

Discussion

In this report the methods to identify and evaluate antiviral compounds based on a mechanistic approach of dissecting the early viral entry events were described. Specifically, the assays allowed us to examine the effect of test compounds on free virus particles, viral attachment, and viral entry/fusion. Critical steps were implemented to distinctly evaluate the drug effect on the specific stage of early viral entry. For instance, in the ‘viral inactivation assay’, the dilution of the virus-drug mixture to sub-therapeutic concentration prevents significant interaction between the test compound and the host cell surface by ‘titrating out’ the drug. This ensures that the inhibitory effect observed on the subsequent infection of the host cell is due to a direct interaction between the test compound and the cell-free virions, rather than an effect from the test compound on host cell membrane or membrane-associated molecules, including viral receptors³⁰. Similarly, the shift in temperature between 4 °C (which allows for virus binding but not entry) and 37 °C (which facilitates virus entry/fusion) in the ‘viral attachment assay’ and ‘viral entry/fusion assay’ are crucial to determine the test compound’s effect on each of these specific events. This is feasible due to the temperature sensitivity of enveloped viruses during these steps in the infection^24-29. It is therefore important that the assays are performed at the indicated temperature to ensure the accuracy of the results; for example, by carrying out the experiment on ice to maintain at 4 °C and by placing the sample directly in a 37 °C incubator for the temperature shift. In addition, the use of negative (ex. DMSO solvent for drug preparation) and positive (ex. heparin treatment) controls also help further establish the assays’ accuracy. The utility and applicability of such methods have been demonstrated in many antiviral studies^{26,30,31,40,41}. Note that while heparin is included as a control for all three assays in the context of the representative results, it typically blocks the initial virus binding rather than the ensuing fusion/entry step (as reflected by the data in Figure 2). Additional controls could also be used, such as neutralizing antibodies directed against the virus (for viral inactivation assay), antibodies that mask the cell surface receptors for the virus (for viral attachment assay), and membrane fusion inhibitors (for viral fusion/entry assay).

The assays described in this report, which are specific to the early stages of the viral infection, are useful in terms of application as secondary tests to characterize the mechanism of action of candidate drugs from primary screens which typically target the viral infection more broadly. Alternatively, they could also be incorporated in primary screens if one is specifically looking for inhibitors of early viral entry, including virus inactivating agents, viral attachment antagonists, and inhibitors to viral entry/fusion. In this case, their use allows a more focused and precise screen analysis for the identification of mechanism-specific antiviral candidates, which, in turn, would expedite downstream drug development.

The use of cell-based assays in identifying antiviral agents provides several important advantages compared to biochemical assays, including revealing potential off-target effects (such as cytotoxicity) and adding physiological relevance to the bioactivity of the test agents⁴². These issues are important considerations for deciding whether a candidate agent is of value for continuation in subsequent phases of drug development. Similarly, the early viral entry-specific assays described in this report allow examination of the drug effect on the distinct viral entry stage at the cellular level, and more specifically in the context of an authentic viral infection in vitro. The results obtained from such assays would therefore help better predict the antiviral efficacy of the test compounds and also identify potentially unwanted off-target effects against the host cell. One potential limitation though, is that an in vitro cell-based assay may not completely reflect the actual in vivo entry step in the context of a natural viral infection. Nonetheless, the assays presented in this protocol do serve as an analytical platform for mechanism-based identification and evaluation of novel antiviral agents.

The development of reporter viruses or reporter cell systems to quantitate the amount of viral infection has greatly facilitated cell-based screening and evaluation of antiviral compounds. Examples include the use of recombinant viruses carrying a reporter gene or by means of recombinant human cell lines containing a reporter gene driven by the specific virus promoter^31,43. In this report, the infection from luciferase-tagged HCV can be easily monitored by quantitating the reporter signal, thus facilitating data analysis. By incorporating these useful reporter-based tools, the early viral entry assays described here can essentially be adapted into high-throughput format for mechanism-based screening of small molecule libraries.

In conclusion, a protocol was described for assays dissecting the early viral entry as a means of identifying and evaluating mechanism-specific antiviral compounds. Such assays would be useful for discovering novel antagonists/inhibitors to viral entry and help expand the scope of antiviral agents for development as prophylactic and/or therapeutic treatments.

Materials

DMEM	GIBCO	11995-040
FBS	GIBCO	26140-079
Penicillin-Streptomycin	GIBCO	15070-063
Amphotericin B	GIBCO	15290-018
DMSO	Sigma	D5879
In vitro toxicology assay kit, XTT-based	Sigma	TOX2
PBS pH 7.4	GIBCO	10010023
Microplate reader	Bio-Tek Instrument, Inc.	ELx800
Microcentrifuge	Thermo Scientific	75002420
BioLux Gaussia luciferase assay kit	New England Biolabs	E3300L
Luminometer	Promega	GloMax-20/20
Sodium citrate, dihydrate	Sigma	71402
Potassium chloride	Sigma	P5405