Summary

Den bm12 inducerbara Modell av systemisk lupus erythematosus (SLE) i C57BL / 6 möss

Published: November 01, 2015
doi:

Summary

The transfer of bm12 lymphocytes into a C57BL/6 recipient is an established model of systemic lupus erythematosus. Here we describe how to initiate disease using this model and how to characterize T follicular helper cells, germinal center B cells and plasma cells by flow cytometry.

Abstract

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible animal models mirror common components of human disease, including the bm12 transfer model. Upon transfer of bm12 splenocytes or purified CD4 T cells, C57BL/6 mice rapidly develop large frequencies of T follicular helper cells (Tfh), germinal center (GC) B cells, and plasma cells followed by high levels of circulating anti-nuclear antibodies. Since this model utilizes mice on a pure C57BL/6 background, researchers can quickly and easily study disease progression in transgenic or knockout mouse strains in a relatively short period of time. Here we describe protocols for the induction of the model and the quantitation Tfh, GC B cells, and plasma cells by multi-color flow cytometry. Importantly, these protocols can also be used to characterize disease in most mouse models of SLE and identify Tfh, GC B cells, and plasma cells in other disease models.

Introduction

Systemisk lupus erythematosus (SLE) är en komplex autoimmun sjukdom som karakteriseras prototypically av antinukleära antikroppar (ANA) produktion och glomerulonefrit. Många andra följdsjukdomar, inklusive huden, hjärt-lung och leverskador är förknippade med sjukdomen hos vissa individer. Prevalensskattningar i USA varierar kraftigt, från 150,000-1,500,000 1,2, med särskilt hög förekomst hos kvinnor och minoriteter 3. Även om etiologin av SLE har varit svårt att urskilja, är det tänkt att uppstå från samspelet mellan olika genetiska och miljömässiga faktorer, som kulminerar i systemisk autoimmunitet.

Många djurmodeller har använts för att studera faktorer som leder till insjuknande och progression. Klassiska musmodeller av SLE innefattar genetiskt predisponerade musstammar inkluderande NZB x NZW F1 modellen och dess NZM derivat, MLR / lpr-stam, och BXSB / Yaa-stam, och inducerbara system, såsom pristane och kronisk graft-versus-host-sjukdom (cGVHD) modeller 4. Tidiga rapporter om autoantikroppsproduktion i GVHD modeller använt olika musstammar eller hamster stammar för förälder till F1 överföringar 5 – 8; mer vanligaste metoderna som används för att studera lupusliknande sjukdom omfattar i dagsläget DBA / 2 förälder → (C57BL / 6 x DBA / 2) F1 och bm12 överföringsmodell som beskrivs här. Varje modell har sina egna varningar, men de i allmänhet har en gemensam uppsättning funktioner som korrelerar med kliniska tecken på mänskliga sjukdomar. De oftast rapporterade parametrarna i musmodeller innefattar splenomegali, lymfadenopati, nefrit, ANA produktion, och på cellnivå, expansionen av T follikulära hjälparceller (TFH), germinala center (GC) B-celler och plasmaceller.

Den inducerbara bm12 modellen uppnås genom adoptiv överföring av lymfocyter från lA bm12 B6 (C) – H2Ab1 bm12 / KhEgJ (bm12) möss, en stam identical till C57BL / 6 med undantag för 3 aminosyrasubstitutioner på MHC klass II, i IA b C57BL / 6 (B6) möss. Alloactivation donator CD4 T-celler från mottagare APC leder till cGVHD med symtom nära liknar SLE. Specifikt innefattar dessa expansion av donatorhärledda TFH, expansion av mottagarens härledda GC B-celler och plasmaceller, och produktion av ANA inklusive för anti-dsDNA, anti-ssDNA, anti kromatin, och anti-RBC-antikroppar 9. Med tiden recipientmöss utveckla glomerulonefrit associerad med IgG-insättningar i den glomerulära, interstitiell och kärl regioner i njurarna 10. Vi har nyligen visat att, i likhet med human sjukdom, finns det också en kritisk roll för typ I-IFN i denna modell 11. Noterbart är de avgörande kriterierna för human SLE ​​omfatta utveckling av nefrit kompatibel med SLE i närvaro av anti-dsDNA-antikroppar 12, som båda är framträdande dragen i denna musmodell.

Det finns seVeral fördelar med bm12 modell över de spontana modeller. Klassiska modeller som utvecklar SLE-liknande tecken spontant förlita sig på antingen hybrid musstammar, inavlade musstammar inte på B6 bakgrund, eller stora genetiska loci på B6 bakgrund, som gör korsar att knockout eller på annat genetiskt modifierade möss svårt och tidskrävande. Med bm12 inducerbara modellen, kan genetiskt modifierade möss fungera som antingen givaren eller mottagaren, vilket gör att mer snabb identifiering av den cellulära utrymmet där vissa gener kan vara viktigt för sjukdom. Dessutom är sjukdomsutveckling i bm12 modellen mycket snabbare, kräver endast två veckor tills utseendet på ANA, jämfört med flera månader för de flesta spontana modeller. Dessutom i motsats till de spontana modeller som utvecklar sjukdomen vid olika tidpunkter, sjukdomens debut och progression i bm12 → B6 modell är starkt synkroniserade. Detta gör det möjligt för generering av lämplig storlek kohorter som kan Be används för interventionella eller terapeutiska strategier i något skede av sjukdomsutvecklingen.

Det som följer är ett detaljerat protokoll för initiering SLE-liknande autoimmunitet genom adoptiv överföring av bm12 lymfocyter till C57BL / 6-möss, eller genetiska varianter på B6 bakgrunden. Dessutom beskriver vi en flödescytometrisk färgningsprotokollet för att räkna TFH, GC B-celler, och typer plasmaceller celler i samband med sjukdom hos människor. Viktigt, kan dessa protokoll också användas för att karakterisera sjukdom hos de flesta musmodeller av SLE och identifiera TFH, GC B-celler och plasmaceller i andra sjukdomsmodeller.

Protocol

Djur Arbetet utfördes under specifika patogenfria förhållanden i enlighet med de riktlinjer som fastställts av Föreningen för bedömning och ackreditering av försöksdjurs Care International och vår Institutional Animal Care och användning kommittén (IACUC). OBS: Införliva möss som uttrycker en kongena markör såsom CD45.1 antingen givaren eller mottagaren djur om möjligt, eftersom det möjliggör övervakning av givar graft effektivitet och specifik expansion av donator CD4 T-…

Representative Results

Sjuka möss utvecklar splenomegali i så lite som 14 dagar, uppvisar mjälte 2-3 gånger större än friska möss när det gäller massa och cellularitet (Figur 2). Splenocyter sekventiellt gated på ljusspridning (FSC-A genom SSC-A), eliminering av dubletter (FSC-W eller -H av FSC-A), levande celler (låg färgning av lönsamheten färg) och CD4 + TCRβ + (figur 3A). Donatorceller skiljer sig från mottagarceller som bygger på CD45.1 …

Discussion

Den bm12 inducerbara modellen är ett relativt enkelt och effektivt sätt att studera de cellulära och molekylära processer i SLE. Kronisk aktivering av adoptivt överförda CD4 T-celler riktade mot självantigener leder till ansamling av TFH, GC B-celler och plasmaceller, som kan mätas med flödescytometri, såsom beskrivits här. Framtida studier med denna modell kan snabbt och enkelt förhöra roll gener och nya behandlingar i autoimmuna germinala centrum processer som liknar de som förekommer hos patienter med S…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported in part by the Lupus Research Institute, NCI grant CA138617, NIDDK grant DK090978, Charlotte Schmidlapp Award (to E.M.J.), and the Albert J. Ryan Fellowship (to J.K.). We are grateful for the support and instrumentation provided by the Research Flow Cytometry Core in the Division of Rheumatology at Cincinnati Children’s Hospital Medical Center, supported in part by NIH AR-47363, NIH DK78392 and NIH DK90971.

Materials

B6.SJL-Ptprca Pepcb/BoyJ The Jackson Laboratory 001162 CD45.1+ BoyJ mouse strain
B6(C)-H2-Ab1bm12/KhEgJ The Jackson Laboratory 001162 Bm12 mouse strain
FastDigest PsuI Life Technologies FD1554 Restriction digest enzyme for genotyping
1X RBC Lysis Buffer eBioscience 00-4333-57
IMDM GE Healthcare SH30228.01
Plasma Separation Tube (PST) BD 365974 Blood collection tube with Dipotassium EDTA
Serum Separation Tube (SST) BD 365967 Blood collection tube with Clot activator / SST Gel
Ficoll GE Healthcare 17-1440-02  High density cell separation solution
Lympholyte-M Cedarlane CL5030 High density cell separation solution
GL-7-biotin eBioscience 13-5902-82 
Streptavidin-BUV395 BD 564176
CD138-BV421 BioLegend 142508
CD4-BV510 BioLegend 100559
TCRβ-BV605 BD 562840
CD45.1-BV711 BioLegend 110739
CD45.2-FITC BioLegend 109806
PD-1-PE BioLegend 135206
CD19-PerCP BioLegend 115532
Fas-PE-Cy7 BD 557653
CXCR5-APC BioLegend 145506
Fixable Viability Dye ef780 eBioscience 65-0865-18
CD4-BV421 BioLegend 100443
1.2 ml FACS tube inserts, racked USA Scientific 1412-1400
BD Falcon™ Round-Bottom Tubes BD 352017

References

  1. Helmick, C. G., Felson, D. T., et al. Part I. Arthritis Rheum. Estimates of the prevalence of arthritis and other rheumatic conditions in the United States. 58, 15-25 (2008).
  2. Somers, E. C., Marder, W., et al. Population-based incidence and prevalence of systemic lupus erythematosus: The Michigan lupus epidemiology and surveillance program. Arthritis and Rheumatol. 66, 369-378 (2014).
  3. Perry, D., Sang, A., Yin, Y., Zheng, Y. -. Y., Morel, L. Murine models of systemic lupus erythematosus. J Biomed Biotechnol. 2011, 271694 (2011).
  4. Lindholm, L., Rydberg, L., Strannegård, O. Development of host plasma cells during graft-versus-host reactions in mice. Eur J Immunol. 3 (8), 511-515 (1973).
  5. Fialkow, P. J., Gilchrist, C., Allison, A. C. Autoimmunity in chronic graft-versus-host disease. Clin Exp Immunol. 13, 479-486 (1973).
  6. Streilein, J. W., Stone, M. J., Duncan, W. R. Studies on the Specificity of Autoantibodies Produced in Systemic Graft-vs-Host Disease. J Immunol. 114 (1), 255-260 (1975).
  7. Gleichmann, E., Gleichmann, H. Diseases caused by reactions of T lymphocytes to in compatible structures of the major histocompatibility complex. I. Autoimmune hemolytic anemia. Eur J Immunol. 6 (12), 899 (1976).
  8. Morris, S., Cohen, P. L., Eisenberg, R. Experimental induction of systemic lupus erythematosus by recognition of foreign Ia. Clin Immunol Immunopathol. 57 (2), 263-273 (1990).
  9. Chen, F., Maldonado, M., Madaio, M., Eisenberg, R. The Role of Host (Endogenous) T Cells in Chronic Graft-Versus-Host Autoimmune Disease. J Immunol. 161 (11), 5880-5885 (1998).
  10. Klarquist, J., Hennies, C. M., Lehn, M. A., Reboulet, R. A., Feau, S., Janssen, E. M. STING-Mediated DNA Sensing Promotes Antitumor and Autoimmune Responses to Dying Cells. J Immunol. 193, 6124-6134 (2014).
  11. Petri, M., Orbai, A. -. M., et al. Derivation and validation of systemic lupus international collaborating clinics classification criteria for systemic lupus erythematosus. Arthritis Rheum. 64 (8), 2677-2686 (2012).
  12. Zangala, T. Isolation of genomic DNA from mouse tails. J Vis Exp. (6), e246 (2007).
  13. Lorenz, T. C. Polymerase Chain Reaction: Basic Protocol Plus Troubleshooting and Optimization Strategies. J Vis Exp. (63), e3998 (2012).
  14. . Product information: Thermo Scientific FastDigest PsuI Available from: https://tools.lifetechnologies.com/content/sfs/manuals/MAN0012567_FastDigest_PsuI_UG.pdf (2012)
  15. Matheu, M. P., Parker, I., Cahalan, M. D. Dissection and 2-photon imaging of peripheral lymph nodes in mice. J Vis Exp. (7), e265 (2007).
  16. Harrell, M. I., Iritani, B. M., Ruddell, A. Lymph node mapping in the mouse. J Immunol Methods. 332 (1-2), 170-174 (2008).
  17. Covelli, V. Chapter 3, Internal examination. Guide to the necroscopy of the mouse. , (2009).
  18. Quah, B. J. C., Parish, C. R. The use of carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester (CFSE) to monitor lymphocyte proliferation. J Vis Exp. (44), e2259 (2010).
  19. Matheu, M. P., Cahalan, M. D. Isolation of CD4+ T cells from mouse lymph nodes using Miltenyi MACS purification. J Vis Exp. (9), e53319 (2007).
  20. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats. J Vis Exp. (67), e2771 (2012).
  21. Hoff, J. Methods of Blood Collection in the Mouse. Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).
  22. Cohen, M., Varki, N. M., Jankowski, M. D., Gagneux, P. Using Unfixed, Frozen Tissues to Study Natural Mucin Distribution. J Vis Exp. (67), e3928 (2012).
  23. Cohen, P. L., Maldonado, M. A. Animal models for SLE. Curr Protoc Immunol.. Chapter 15, Unit 15.20 (2003).
  24. Seavey, M. M., Lu, L. D., Stump, K. L. Animal models of systemic lupus erythematosus (SLE) and ex vivo assay design for drug discovery. Curr Protoc Pharmacol. Chapter 5, Unit 5 (2011).
  25. McKenna, K. C., Vicetti Miguel, R. D., Beatty, K. M., Bilonick, R. A. A caveat for T cell transfer studies: generation of cytotoxic anti-Thy1.2 antibodies in Thy1.1 congenic mice given Thy1.2+ tumors or T cells. J Leukoc Biol. 89 (2), 291-300 (2011).
  26. Scott, D. M., Ehrmann, I. E., et al. Identification of a mouse male-specific transplantation antigen H-Y.. Nature. 376, 695-698 (1995).
  27. Joly, E., Hudrisier, D. What is trogocytosis and what is its purpose. Nat Immunol. 4 (9), 815 (2003).
  28. Brown, D. R., Calpe, S., et al. Cutting edge: an NK cell-independent role for Slamf4 in controlling humoral autoimmunity. J Immunol. 187 (1), 21-25 (2011).
  29. Morris, S. C., Cheek, R. L., Cohen, P. L., Eisenberg, R. A. Allotype-specific immunoregulation of autoantibody production by host B cells in chronic graft-versus host disease. J Immunol. 144 (3), 916-922 (1990).
  30. Choudhury, A., Cohen, P. L., Eisenberg, R. A. B cells require “nurturing” by CD4 T cells during development in order to respond in chronic graft-versus-host model of systemic lupus erythematosus. Clin Immunol. 136 (1), 105-115 (2010).
  31. Slifka, M. K., Antia, R., Whitmire, J. K., Ahmed, R. Humoral immunity due to long-lived plasma cells. Immunity. 8 (3), 363-372 (1998).
check_url/53319?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Klarquist, J., Janssen, E. M. The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus (SLE) in C57BL/6 Mice. J. Vis. Exp. (105), e53319, doi:10.3791/53319 (2015).

View Video