Summary

Вскрытие и Flat-крепление трёхиглая колюшка жаберных Skeleton

Published: May 07, 2016
doi:

Summary

The branchial skeleton, including gill rakers, pharyngeal teeth, and branchial bones, serves as the primary site of food processing in most fish. Here we describe a protocol to dissect and flat-mount this internal skeleton in threespine sticklebacks. This method is also applicable to a variety of other fish species.

Abstract

The posterior pharyngeal segments of the vertebrate head give rise to the branchial skeleton, the primary site of food processing in fish. The morphology of the fish branchial skeleton is matched to a species’ diet. Threespine stickleback fish (Gasterosteus aculeatus) have emerged as a model system to study the genetic and developmental basis of evolved differences in a variety of traits. Marine populations of sticklebacks have repeatedly colonized countless new freshwater lakes and creeks. Adaptation to the new diet in these freshwater environments likely underlies a series of craniofacial changes that have evolved repeatedly in independently derived freshwater populations. These include three major patterning changes to the branchial skeleton: reductions in the number and length of gill raker bones, increases in pharyngeal tooth number, and increased branchial bone lengths. Here we describe a detailed protocol to dissect and flat-mount the internal branchial skeleton in threespine stickleback fish. Dissection of the entire three-dimensional branchial skeleton and mounting it flat into a largely two-dimensional prep allows for the easy visualization and quantification of branchial skeleton morphology. This dissection method is inexpensive, fast, relatively easy, and applicable to a wide variety of fish species. In sticklebacks, this efficient method allows the quantification of skeletal morphology in genetic crosses to map genomic regions controlling craniofacial patterning.

Introduction

Невероятное количество разнообразия существует в головном скелета у позвоночных, особенно у рыб. Во многих случаях это разнообразие облегчает различные стратегии кормления 1 4, и может включать в себя основные изменения внешней и внутренней краниофациальной кучность. Бранхиогенная скелет находится внутри в горле рыбы и окружает большую часть ротовой полости. Бранхиальных скелет состоит из 5 последовательно гомологичных участков, передней четыре из которых поддерживают жабры. Вместе эти пять сегментов функционируют в качестве связующего звена между рыбами и их пищей 5. Изменение множества признаков, включая жаберных тычинок, глоточных зубов, и жаберных костей способствуют эффективному нагула на различных видах пищи.

Колюшками подверглись адаптивную радиацию после исконных форм океанической колонизировали пресноводные озера и ручьи по всему Северному полушарию. Сдвиг в рационеот мелкого зоопланктона в океане крупную добычу в пресной воде привело к резкому изменению трофической в нескольких краниофациальных 6 черт. Хотя многие исследования были сосредоточены на внешних краниофациальных различий в колюшками 7 13, важные краниофациальные изменения развиваются неоднократно во внутренней жаберной скелета. Способность создавать плодовитые гибриды между морфологически различных популяций колюшки дает прекрасную возможность сопоставить генетическую основу эволюционировали изменений в жаберного скелета.

Одна трофическая черта экологического значения является структурирование жаберных тычинок, периодических кожных костей, что линия передней и задней грани жаберных костей и используются для фильтрации кормовых объектов. Рыба , которая , как правило , питаются мелкими КБУ , как правило, длиннее и более плотно расположенных жаберных тычинок по сравнению с рыбами , которые питаются большей добычей 14,15. Различия в жаберных тычинок было сообщено как шithin и между видами 14-19, а также аспекты жаберной Грабли кучность способствуют трофических ниш и фитнеса 16. Десятилетия исследований широко документированы число жаберных занижения и изменение длины в трехиглой колюшками 17 21; Тем не менее, эти исследования, как правило, сосредоточены на первом ряду жаберных тычинок. Недавние исследования показали , модульность в генетическом контроле числа жаберных Грабли через жаберной скелет 22,23 и через один ряд в жаберной граблями интервалы между 23 и длину 24 подчеркивает важность изучения более чем ряд один или один жаберных тычинка , чтобы понять развития генетической основой сокращения жаберных грабли.

Вторая трофическая черта как экологической и биомедицинской значение имеет структурирование глоточных зубов. Зубы у рыб могут быть расположены и в полости рта челюсти и в жаберной скелета, известный как глоточных зубов. Оральные зубов используются в основном для рв то время как захватить Рей глоточные зубы используются для жевания и жертвы манипуляции 25 27. Оба множества образуют через общие механизмы развития и считаются онтогенетически гомологичными 28. Интересная модульность происходит в результате чего некоторые виды, такие как данио, отсутствие полости рта и спинного глоточной зубов 29 в то время как другие виды имеют несколько зубчатыми ceratobranchials, pharyngobranchials, а иногда и зубчатым basihyal и hypobranchials 30. В колюшки, глоточные зубы встречаются вентрально на пятом ceratobranchial и дорсально на переднем и заднем pharyngobranchials 31. Кинематика по кормлению колюшки показывают пероральная челюсти используется в основном для захвата добычи и облегчения всасывания кормление 9 оставляя жевание в глоточной челюсти. В цихлид, нижняя челюсть морфология глоточной резко меняется 32,33 , и было показано , чтобы быть адаптивными и коррелировало с трофической ниши 34. многоPLE популяции пресноводной колюшки развивались резкое увеличение вентральной глоточной числу зубьев 23,35,36. Недавние исследования показали , что генетическая основа развития этого эволюционировала усиления зуба в значительной степени различны в двух независимо друг от друга популяциях пресноводных колюшки 36. В отличие от зубов млекопитающих, рыб регенерировать свои зубы непрерывно на протяжении всей взрослой жизни 37. Оба этих ранее описанных высоких популяций пресноводных зубчатыми развивались ускоренными темпами замены зуба, обеспечивая редкую систему позвоночных для изучения генетической основы регенерации 36.

Третья трофическая черта , которая развивалась неоднократно в пресноводных колюшки больше epibranchial и ceratobranchial кости, жаберные дуги сегментные гомологи верхней и нижней челюсти, соответственно 38. Более длинные кости жаберные придают большую щечной полости и, вероятно, являются адаптивными для обеспечения возможности более крупные объекты добычи, чтобы быть сonsumed. Кроме того, в других рыб, epibranchial кости имеют важное значение для депрессии зубных пластин спинной глоточной 25. Как жаберных тычинок и глоточных зубов, жаберных кости являются внутренними и, таким образом, трудно легко визуализировать или количественно.

Здесь мы представляем подробный протокол рассекать и телевизор с плоским смонтировать жаберный скелет, что позволяет легко визуализировать и количественно оценить разнообразие важных краниофациальных черт. В то время как этот протокол описывает колюшковые рассечение, этот же метод работает на множестве других рыб.

Protocol

Вся рыба работа была одобрена Institutional Animal Care и использования комитета Калифорнийского университета в Беркли (номер протокола R330) путем. Эвтаназии проводили с использованием погружения в 0.025% Tricaine-S забуференный 0,1% -ным раствором бикарбоната натрия 39. Все этапы выполняются при комнатной темпе…

Representative Results

Это приводит протокол в расчлененный и плоской смонтированного жаберной скелета (рисунок 4) , где можно количественно определить целый ряд важных трофических черт. С спинной стороны , все ряды жаберных тычинок, все глоточной зубных пластин, и почти все жабе…

Discussion

The branchial skeleton is a complex set of bones in the throat of a fish that manipulates, filters, and masticates food items on their way to the esophagus. Many interesting trophic traits including the patterning of gill rakers, pharyngeal teeth, and branchial bones vary across and within species. The majority of these traits are difficult to near impossible to accurately measure with the branchial skeleton in situ (e.g., gill raker length, branchial bone length). This flat-mounting protocol places all…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was funded in part by NIH R01 #DE021475 to CTM and an NSF Graduate Research Fellowship to NAE. Thanks to Miles Johnson for assistance with imaging and Priscilla Erickson for critical reading of the manuscript.

Materials

Sodium Hydroxide (KOH) EMD PX1480-1
Glycerol Sigma-Alderich G7893-4L
10% Neutral Buffered Formalin (NBF) Azer Scientific NBF-4-G
Alizarin Red S EMD 116-12
Microscope Cover Glasses 22x60mm VWR 16004-350
100x10mm Glass Petri Dish Kimble Chase 23064-10010 To dissect samples on
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Can be poured into glass or plastic petri dishes to make dissecting plates
Modeling Clay Sargent Art 22-4000 1lb cream
Scintillation Vials (case of 500) Wheaton 66021-668 Borosilicate Glass with Screw Cap
Forceps-Dumont #5 Inox (Biologie tip) FST 11252-20 Dumostars are an alternative
Dissecting Scissors  FST 15003-08 Alternate sizes are available depending on size of sample
Dissecting Microscope Leica S6E with KL300 LED Many other models work nicely, having a flat base helps
Microcentrifuge Tubes 1.7mL Denville C-2170
Cardboard slide tray Fisher 12-587-10

References

  1. Cooper, W. J., Westneat, M. W. Form and function of damselfish skulls: rapid and repeated evolution into a limited number of trophic niches. BMC Evol. Biol. 9 (24), (2009).
  2. Albertson, R. C., Kocher, T. D. Genetic and developmental basis of cichlid trophic diversity. Heredity. 97 (3), 211-221 (2006).
  3. Martin, C. H., Wainwright, P. C. Trophic novelty is linked to exceptional rates of morphological diversification in two adaptive radiations of cyprinodon pupfish. Evolution. 65 (8), 2197-2212 (2011).
  4. Wainwright, P. C., et al. The evolution of pharyngognathy: A phylogenetic and functional appraisal of the pharyngeal jaw key innovation in labroid fishes and beyond. Syst. Biol. 61 (6), 1001-1027 (2012).
  5. Sibbing, F. Food capture and oral processing. Cyprinid Fishes. , 377-412 (1991).
  6. Bell, M., Foster, S. . The Evolutionary Biology of the Threespine Stickleback. , (1994).
  7. Kimmel, C. B., et al. Evolution and development of facial bone morphology in threespine sticklebacks. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (16), 5791-5796 (2005).
  8. Mcgee, M. D., Wainwright, P. C. Convergent evolution as a generator of phenotypic diversity in threespine stickleback. Evolution. 67 (4), 1204-1208 (2013).
  9. McGee, M. D., Schluter, D., Wainwright, P. C. Functional basis of ecological divergence in sympatric stickleback. BMC Evol. Biol. 13, 277 (2013).
  10. McGuigan, K., Nishimura, N., Currey, M., Hurwit, D., Cresko, W. A. Quantitative genetic variation in static allometry in the threespine stickleback. Integr. Comp. Biol. 50 (6), 1067-1080 (2010).
  11. Caldecutt, W. J., Bell, M. A., Buckland-Nicks, J. A. Sexual dimorphism and geographic variation in dentition of threespine stickleback, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 2001 (4), 936-944 (2001).
  12. Berner, D., Moser, D., Roesti, M., Buescher, H., Salzburger, W. Genetic architecture of skeletal evolution in european lake and stream stickleback. Evolution. 68 (6), 1792-1805 (2014).
  13. Jamniczky, H. a., Barry, T. N., Rogers, S. M. Eco-evo-devo in the study of adaptive divergence: examples from threespine stickleback (Gasterosteus aculeatus). Integr. Comp. Biol. 55 (1), 166-178 (2015).
  14. Magnuson, J., Heitz, J. Gill raker apparatus and food selectivity among mackerels, tunas, and dolphins. Fish. Bull. 69 (2), 361-370 (1971).
  15. Kahilainen, K. K., et al. The role of gill raker number variability in adaptive radiation of coregonid fish. Evol. Ecol. 25 (3), 573-588 (2011).
  16. Arnegard, M. E., et al. Genetics of ecological divergence during speciation. Nature. 511 (7509), 307-311 (2014).
  17. Gross, H. P., Anderson, J. M., Gross, H. P., Anderson, J. Geographic variation in the gillrakers and diet of European threespine sticklebacks, Gasterosteus aculeatus. Copeia. 1984 (1), 87-97 (1984).
  18. Hagen, D., Gilbertson, L. Geographic variation and environmental selection in Gasterosteus aculeatus L in the Pacific Northwest, America. Evolution. 26 (1), 32-51 (1972).
  19. McPhail, J. D. Ecology and evolution of sympatric sticklebacks (Gasterosteus): morphological and genetic evidence for a species pair in Enos Lake, British Columbia. Can. J. Zool. 62 (7), 1402-1408 (1984).
  20. Schluter, D., McPhail, J. D. Ecological character displacement and speciation in sticklebacks. Am. Nat. 140 (1), 85-108 (1992).
  21. Robinson, B. Trade offs in Habitat-specific foraging efficiency and the nascent adaptive divergence of sticklebacks in lakes. Behaviour. 137 (7), 865-888 (2000).
  22. Glazer, A. M., Cleves, P. A., Erickson, P. A., Lam, A. Y., Miller, C. T. Parallel developmental genetic features underlie stickleback gill raker evolution. Evodevo. 5 (1), (2014).
  23. Miller, C. T., Glazer, A. M., et al. Modular skeletal evolution in sticklebacks is controlled by additive and clustered quantitative trait loci. Genetics. 197 (1), 405-420 (2014).
  24. Glazer, A. M., Killingbeck, E. E., Mitros, T., Rokhsar, D. S., Miller, C. T. Genome assembly improvement and mapping convergently evolved skeletal traits in sticklebacks with Genotyping-by-Sequencing. G3. 5, 1463-1472 (2015).
  25. Wainwright, P. Functional morphology of the pharyngeal jaw apparatus. Fish Physiol. Fish Biomech. , 77-102 (2006).
  26. Hulsey, C. D., Fraser, G. J., Streelman, J. T. Evolution and development of complex biomechanical systems: 300 million years of fish jaws. Zebrafish. 2 (4), 243-257 (2005).
  27. Lauder, G. Functional design and evolution of the pharyngeal jaw apparatus in euteleostean fishes. Zool. J. Linn. Soc. 77, 1-38 (1983).
  28. Fraser, G. J., et al. An ancient gene network is co-opted for teeth on old and new jaws. PLoS Biol. 7 (2), e1000031 (2009).
  29. Stock, D. Zebrafish dentition in comparative context. J. Exp. Zool. B. Mol. Dev. Evol. 308, 523-549 (2007).
  30. Liem, K., Greenwood, P. A functional approach to the phylogeny of the pharyngognath teleosts. Am. Zool. 21 (1), 83-101 (1981).
  31. Anker, G. C. Morphology and kinetics of the head of the stickleback, Gasterosteus aculeatus. Trans. Zool. Soc. London. 32 (5), 311-416 (1974).
  32. Meyer, A. Morphometrics and allometry in the trophically polymorphic cichlid fish, Cichlusomu citrinelfum: Alternative adaptations and ontogenetic changes in shape. J. Zool., Lond. 221, 237-260 (1990).
  33. Huysseune, A. Phenotypic plasticity in the lower pharyngeal jaw dentition of Astatoreochromis alluaudi (Teleostei: Cichlidae). Arch. Oral Biol. 40 (11), 1005-1014 (1995).
  34. Muschick, M., Indermaur, A., Salzburger, W. Convergent Evolution within an adaptive radiation of cichlid fishes. Curr. Biol. 22 (24), 2362-2368 (2012).
  35. Cleves, P. A., et al. Evolved tooth gain in sticklebacks is associated with a cis-regulatory allele of Bmp6. Proc. Natl. Acad. Sci. 111 (38), 13912-13917 (2014).
  36. Ellis, N. A., et al. Distinct developmental and genetic mechanisms underlie convergently evolved tooth gain in sticklebacks. Development. (142), 2442-2451 (2015).
  37. Tucker, A. S., Fraser, G. J. Evolution and developmental diversity of tooth regeneration. Semin. Cell Dev. Biol. 25-26, 71-80 (2014).
  38. Erickson, P. A., Glazer, A. M., Cleves, P. A., Smith, A. S., Miller, C. T. Two developmentally temporal quantitative trait loci underlie convergent evolution of increased branchial bone length in sticklebacks. Proc. R. Soc. B. 281, (2014).
  39. Leary, S., et al. . AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals. , (2013).
  40. Bell, M. A. Evolutionary phenetics and genetics. Evol. Genet. Fishes. , 431-528 (1984).
  41. Taylor, W. R., Van Dyke, G. C. Revised procedures for staining and clearing small fishes and other vertebrates for bone and cartilage study. Cybium. 9 (2), 107-119 (1985).
  42. Erickson, P. A., et al. A 190 base pair, TGF-β responsive tooth and fin enhancer is required for stickleback Bmp6 expression. Dev. Biol. 401 (2), 310-323 (2015).
  43. Miller, C. T., et al. cis-Regulatory changes in Kit ligand expression and parallel evolution of pigmentation in sticklebacks and humans. Cell. 131 (6), 1179-1189 (2007).
  44. Aigler, S. R., Jandzik, D., Hatta, K., Uesugi, K., Stock, D. W. Selection and constraint underlie irreversibility of tooth loss in cypriniform fishes. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (21), 7707-7712 (2014).
  45. Pasco-Viel, E., et al. Evolutionary trends of the pharyngeal dentition in Cypriniformes (Actinopterygii Ostariophysi). PLoS One. 5 (6), e11293 (2010).
check_url/54056?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Ellis, N. A., Miller, C. T. Dissection and Flat-mounting of the Threespine Stickleback Branchial Skeleton. J. Vis. Exp. (111), e54056, doi:10.3791/54056 (2016).

View Video