Sätesriktad Spin Labeling och EPR Spektroskopiska studier av pentamer ligandreglerade jonkanaler
Summary
This article describes methods for site-directed spin labeling and reconstitution of pentameric ligand-gated channels for Electron Paramagnetic Resonance studies. This protocol can be adapted for any membrane protein. The reconstitution method described here can also be used for patch-clamp measurements of macroscopic and single-channel currents in a defined lipid system.
Abstract
Ion channel gating is a stimulus-driven orchestration of protein motions that leads to transitions between closed, open, and desensitized states. Fundamental to these transitions is the intrinsic flexibility of the protein, which is critically modulated by membrane lipid-composition. To better understand the structural basis of channel function, it is necessary to study protein dynamics in a physiological membrane environment. Electron Paramagnetic Resonance (EPR) spectroscopy is an important tool to characterize conformational transitions between functional states. In comparison to NMR and X-ray crystallography, the information obtained from EPR is intrinsically of lower resolution. However, unlike in other techniques, in EPR there is no upper-limit to the molecular weight of the protein, the sample requirements are significantly lower, and more importantly the protein is not constrained by the crystal lattice forces. Therefore, EPR is uniquely suited for studying large protein complexes and proteins in reconstituted systems. In this article, we will discuss general protocols for site-directed spin labeling and membrane reconstitution using a prokaryotic proton-gated pentameric Ligand-Gated Ion Channel (pLGIC) from Gloeobacter violaceus (GLIC) as an example. A combination of steady-state Continuous Wave (CW) and Pulsed (Double Electron Electron Resonance-DEER) EPR approaches will be described that will enable a complete quantitative characterization of channel dynamics.
Introduction
Under det senaste decenniet har den strukturella förståelse av penta ligandreglerade jonkanaler (pLGIC) odlas i stormsteg, på grund av mängder av högupplösta strukturer för flera familjemedlemmar. Viktiga faktorer som ledde till den nuvarande framsteg inom området inkluderar upptäckten av prokaryota pLGIC kanaler, 1-3 stora framsteg i eukaryot membranproteinuttryck, 4-6 och enorma genombrott i strukturbestämning metoder. 7 Dessa strukturer ger en tydlig enighet om den totala bevarandet av den tredimensionella arkitekturen i pLGIC. Men två viktiga områden som verkar släpa bakom är den funktionella karakteriseringen av dessa kanal preparat och mekanistiska beskrivning av kanalfunktionen.
Grindkonformationsändringar är komplexa och sker under en 60 ett avstånd utmed längden av kanalen och dessa övergångar är i stor utsträckning moduleras avmembranlipider. I synnerhet, har negativa lipider, kolesterol och fosfolipider visat sig modulera funktionen av pLGIC 8-11. Medan den exakta rollen för dessa lipid beståndsdelar i kanalen funktion är okänd, skulle en fullständig molekylär förståelse av grind kräver att studera dessa kanaler i sin ursprungliga miljö. Platsriktad Spin Labeling (SDSL) och elektronspinnresonans (EPR) spektroskopi är de metoder för val för att studera proteindynamik i ombildade system. EPR-spektroskopi är inte begränsad av molekylstorleken (som är NMR) eller optisk egenskap av provet (som är fluorescensspektroskopi), och därigenom tillåter mätningar av fullängds konstruktioner rekonstituerade i nativa lipid förhållanden. Tekniken är extremt känslig och har krav relativt låga prov (i pico-mol range). Båda dessa aspekter gör tekniken väl lämpad för att studera stora membranproteiner som är svåra att uttrycka i över milligramkvantiteter.
Användningen av EPR-spektroskopi i kombination med ställesriktad spinnmärkning har utvecklats av Wayne Hubbell och kollegor, och har anpassats för att studera en mängd av proteintyper. 12-24 EPR uppgifter har använts för att undersöka sekundärstrukturer, förändringar i proteinet konformation, membraninsättningsdjup, och protein-protein / protein-ligandinteraktioner.
Metoden involverar cystein substitution vid positionerna av intresse genom ställesriktad mutagenes. Att säkerställa platsspecifik märkning, är det nödvändigt att ersätta nativa cysteiner med en annan aminosyra (t.ex.., Serin) för att skapa ett cystein-mindre mall. Den överlägset, är den mest populära spin label en tiol-specifik MTSL: (1-oxyl-2,2,5,5-tetrametyl-Δ3-pyrrolin-3-metyl) methanethiosulfonate som fäster till proteinet genom en disulfidbindning bro. Tack vare sin höga specificitet, relativt liten storlek (något större än tryptofan), och flexiheten av länk regionen har här rotations etikett visat sig ha utmärkt reaktivitet även med en nedgrävd cystein. Vidare, för att maximera reaktiviteten, är märkningsreaktionen av proteinet utförs i detergent-solubiliserad form. Efter separation av överskottet av fria spin-label genom storleksuteslutningskromatografi proteinet rekonstitueras in i liposomer eller dubbelskiktsliknande system med definierad lipidkomposition. I allmänhet är cystein mutagenes tolereras väl i de flesta delar av proteinet, och den relativt lilla storleken på spin-sonden orsakar minimal störning för de sekundära och tertiära strukturer. För att säkerställa att ändringen behålls vildtyp funktioner, kan de märkta och som rekonstitueras kanaler studeras genom patch-clamp-mätningar.
Det märkta-funktionellt protein utsätts sedan för spektroskopiska mätningar, som i huvudsak ger tre huvudsakliga typer av information: 12,14,15,20,22,23,25-27 spinnsond dynamik genom lineshape-analys; tillgängligheten av proben till paramagnetiska relaxationsmedel; och avstånd fördelning. 27 EPR avstånd mäts med två olika metoder. Den första är baserad på kontinuerlig våg (CW) teknik, där spektral breddning till följd av dipolära interaktioner mellan spin-etiketter (i 8-20 ett avståndsintervall). Används för att bestämma avstånd 28,29 Den andra är en pulsad EPR metod där avståndsmätningar kan förlängas upp till 70 Å. 30-34 i Double Electron Electron Resonance (hjort), är svängningar i spinn-eko amplitud analyseras för att bestämma avstånd och avståndsfördelningar. Här spinnekot moduleras vid frekvensen för det dipolära växelverkan. Tillsammans är dessa parametrar som används för att bestämma protein topologi, sekundära strukturelement, och proteinkonformationsförändringar.
Protocol
Representative Results
Discussion
EPR-spektroskopi har visat sig vara en enastående strukturell strategi i kvantifiera konformationsändringar i membranproteiner i en nästan infödda miljö. Detta tillvägagångssätt ger oss en inblick i de molekylära detaljerna av protein dynamik som skyms i högupplösta strukturer från röntgenkristallografi och Cryo-elektronmikroskopi. Det är dock viktigt att beakta de tekniska begränsningar av denna metod som kan påverka den allmänna tillämpligheten till andra system och även att tänka på de potentiell…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi är mycket tacksamma för nuvarande och tidigare medlemmar i Chakrapani lab för kritisk läsning och synpunkter på manuskriptet. Detta arbete stöddes av National Institutes of Health bidrag (1R01GM108921) och American Heart Association (NCRP Scientist Development Grant 12SDG12070069) och SC.
Materials
| Site-Directed Mutagenesis and Cys mutations | |||
| 10x PfuUltra HF reaction buffer | Agilent Technologies | 600380-52 | |
| dNTPS | New England BioLabs Inc | N0447L | 10mM each dNTP |
| pfu Ultra DNA polymerase | Agilent Technologies | 600380-51 | 2.5 U/ul |
| DPNI | New England BioLabs Inc | R0176S | 20,000 U/ml |
| XL10 GOLD | Agilent Technologies | 200314 | |
| SOC media | New England BioLabs Inc | B9020S | |
| Kanamycin | Fisher Scientfic | BP905 | |
| LB media | Invitrogen | 127957084 | |
| Miniprep kit | QIAGEN | 27106 | |
| C43 competent cells | Lucigen | 60446 | |
| Expression and Purification | |||
| Glucose | Fisher Scientfic | D16 | |
| Tryptone | Fisher Bioreagents | BP1421-500 | |
| Yeast extract | Amresco | J850 | |
| Glycerol | Fisher Bioreagents | BP229 | |
| K2HPO4 | Amresco | 0705 | |
| KH2PO4 | Amresco | 0781 | |
| IPTG (isopropyl-thio-β-galactoside) | Gold Biotechnology | I2481C25 | |
| Trizma Base | Sigma Life Science | T1503 | |
| NaCl | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| DNase I | Sigma Life Science | DN25 | |
| PMSF | Amresco | M145 | |
| Leupeptine | Amresco | J580 | |
| Pepstatin | Amresco | J583 | |
| DDM (n-Docecyl-β-D-Maltopyranoside) | Anatrace | D310S | |
| Amylose resin | New England BioLabs Inc | E8021L | |
| TCEP | Amresco | K831 | |
| EDTA | Fisher Scientfic | BP118 | |
| Maltose | Acros Organics | 329915000 | |
| Superdex 200GL | GE Healthcare | 17-5175-01 | |
| Empty polypropylene Chromatography column | BioRad | 731-1550 | |
| Site-Directed Spin Labeling | |||
| MTSL (1-oxyl-2,2,5,5-tetramethyl-3-pyrroline-3-methyl) Methanethiosulfonate | Toronto Reaserch chemicals Inc | O873900 | |
| (1-acetoxy-2,2,5,5-tetramethyl-Δ3-pyrroline-3-methyl) methanethiosulfonate | Toronto Reaserch chemicals Inc | A167900 | |
| DMSO | J.T. Baker | 9224-01 | |
| Reconstitution | |||
| Asolectin lipid | Avanti polar lipids Inc | 541602C | |
| Biobeads (Polystyrine beads) | Bio Rad | 152-3920 | |
| Methanol | Fisher chemicals | A413 | |
| FRET | |||
| Fluorescein-maleimide | ThermoFisher Scientific | F-150 | |
| Tetramethylrhodamine-maleimide | ThermoFisher Scientific | T-6027 | |
| POPC | Avanti polar lipids Inc | 850457C | |
| POPG | Avanti polar lipids Inc | 840457C | |
| E.Coli polar lipid extract | Avanti polar lipids Inc | 100600C | |
| HEPES | Sigma Life Science | H3375 | |
| EPR measurement | |||
| TPX plastic capillaries | Bruker | ER221 | |
| EDDA (Ethylenediamine-N, N'-diacetic acid) | Aldrich | 158186 | |
| Ni(OH)2 | Aldrich | 283622 |
References
- Tasneem, A., Iyer, L. M., Jakobsson, E., Aravind, L. Identification of the prokaryotic ligand-gated ion channels and their implications for the mechanisms and origins of animal Cys-loop ion channels. Genome Biol. 6, 4 (2005).
- Hilf, R. J., Dutzler, R. X-ray structure of a prokaryotic pentameric ligand-gated ion channel. Nature. 452 (7185), 375-379 (2008).
- Bocquet, N., et al. X-ray structure of a pentameric ligand-gated ion channel in an apparently open conformation. Nature. 457 (7225), 111-114 (2009).
- Hibbs, R. E., Gouaux, E. Principles of activation and permeation in an anion-selective Cys-loop receptor. Nature. 474 (7349), 54-60 (2011).
- Miller, P. S., Aricescu, A. R. Crystal structure of a human GABAA receptor. Nature. 512 (7514), 270-275 (2014).
- Hassaine, G., et al. X-ray structure of the mouse serotonin 5-HT3 receptor. Nature. 512 (7514), 276-281 (2014).
- Du, J., Lu, W., Wu, S., Cheng, Y., Gouaux, E. Glycine receptor mechanism elucidated by electron cryo-microscopy. Nature. , (2015).
- Sunshine, C., McNamee, M. G. Lipid modulation of nicotinic acetylcholine receptor function: the role of neutral and negatively charged lipids. Biochim Biophys Acta. 1108, 240-246 (1992).
- Fong, T. M., McNamee, M. G. Correlation between acetylcholine receptor function and structural properties of membranes. Biochemistry. 25 (4), 830-840 (1986).
- daCosta, C. J., Baenziger, J. E. A lipid-dependent uncoupled conformation of the acetylcholine receptor. J Biol Chem. 284 (26), 17819-17825 (2009).
- Criado, M., Eibl, H., Barrantes, F. J. Functional properties of the acetylcholine receptor incorporated in model lipid membranes. Differential effects of chain length and head group of phospholipids on receptor affinity states and receptor-mediated ion translocation. J Biol Chem. 259 (14), 9188-9198 (1984).
- Hubbell, W. L., Lopez, C. J., Altenbach, C., Yang, Z. Technological advances in site-directed spin labeling of proteins. Curr Opin Struct Biol. 23 (5), 725-733 (2013).
- Columbus, L., Hubbell, W. L. A new spin on protein dynamics. Trends Biochem Sci. 27 (6), 288-295 (2002).
- Hubbell, W. L., Cafiso, D. S., Altenbach, C. Identifying conformational changes with site-directed spin labeling. Nat Struct Biol. 7 (9), 735-739 (2000).
- McHaourab, H. S., Steed, P. R., Kazmier, K. Toward the fourth dimension of membrane protein structure: insight into dynamics from spin-labeling EPR spectroscopy. Structure. 19 (11), 1549-1561 (2011).
- Bordignon, E. Site-directed spin labeling of membrane proteins. Top Curr Chem. 321, 121-157 (2012).
- Klare, J. P., Steinhoff, H. J. Spin labeling EPR. Photosynth Res. 102 (2-3), 377-390 (2009).
- Drescher, M. EPR in protein science : intrinsically disordered proteins. Top Curr Chem. 321, 91-119 (2012).
- Perozo, E., Cuello, L. G., Cortes, D. M., Liu, Y. S., Sompornpisut, P. EPR approaches to ion channel structure and function. Novartis Found Symp. 245, 146-158 (2002).
- Fanucci, G. E., Cafiso, D. S. Recent advances and applications of site-directed spin labeling. Curr Opin Struct Biol. 16 (5), 644-653 (2006).
- Sahu, I. D., McCarrick, R. M., Lorigan, G. A. Use of electron paramagnetic resonance to solve biochemical problems. Biochemistry. 52 (35), 5967-5984 (2013).
- Hubbell, W. L., McHaourab, H. S., Altenbach, C., Lietzow, M. A. Watching proteins move using site-directed spin labeling. Structure. 4 (7), 779-783 (1996).
- Altenbach, C., Marti, T., Khorana, H. G., Hubbell, W. L. Transmembrane protein structure: spin labeling of bacteriorhodopsin mutants. Science. 248 (4959), 1088-1092 (1990).
- McHaourab, H. S., Lietzow, M. A., Hideg, K., Hubbell, W. L. Motion of spin-labeled side chains in T4 lysozyme. Correlation with protein structure and dynamics. Biochemistry. 35 (24), 7692-7704 (1996).
- Farahbakhsh, Z. T., Altenbach, C., Hubbell, W. L. Spin labeled cysteines as sensors for protein-lipid interaction and conformation in rhodopsin. Photochem Photobiol. 56 (6), 1019-1033 (1992).
- Altenbach, C., Greenhalgh, D. A., Khorana, H. G., Hubbell, W. L. A collision gradient method to determine the immersion depth of nitroxides in lipid bilayers: application to spin-labeled mutants of bacteriorhodopsin. Proc Natl Acad Sci U S A. 91 (5), 1667-1671 (1994).
- Altenbach, C., Froncisz, W., Hemker, R., McHaourab, H., Hubbell, W. L. Accessibility of nitroxide side chains: absolute Heisenberg exchange rates from power saturation EPR. Biophys J. 89 (3), 2103-2112 (2005).
- Rabenstein, M. D., Shin, Y. K. Determination of the distance between two spin labels attached to a macromolecule. Proc Natl Acad Sci U S A. 92 (18), 8239-8243 (1995).
- Altenbach, C., Oh, K. J., Trabanino, R. J., Hideg, K., Hubbell, W. L. Estimation of inter-residue distances in spin labeled proteins at physiological temperatures: experimental strategies and practical limitations. Biochemistry. 40 (51), 15471-15482 (2001).
- Borbat, P. P., McHaourab, H. S., Freed, J. H. Protein structure determination using long-distance constraints from double-quantum coherence ESR: study of T4 lysozyme. J Am Chem Soc. 124 (19), 5304-5314 (2002).
- Chiang, Y. W., Borbat, P. P., Freed, J. H. The determination of pair distance distributions by pulsed ESR using Tikhonov regularization. J Magn Reson. 172 (2), 279-295 (2005).
- Jeschke, G. DEER distance measurements on proteins. Annu Rev Phys Chem. 63, 419-446 (2012).
- Jeschke, G., Polyhach, Y. Distance measurements on spin-labelled biomacromolecules by pulsed electron paramagnetic resonance. Phys Chem Chem Phys. 9 (16), 1895-1910 (2007).
- Jeschke, G., Wegener, C., Nietschke, M., Jung, H., Steinhoff, H. J. Interresidual distance determination by four-pulse double electron-electron resonance in an integral membrane protein: the Na+/proline transporter PutP of Escherichia coli. Biophys J. 86 (4), 2551-2557 (2004).
- Hilf, R. J., Dutzler, R. Structure of a potentially open state of a proton-activated pentameric ligand-gated ion channel. Nature. 457 (7225), 115-118 (2009).
- Velisetty, P., Chalamalasetti, S. V., Chakrapani, S. Conformational transitions underlying pore opening and desensitization in membrane-embedded Gloeobacter violaceus ligand-gated ion channel (GLIC). J Biol Chem. 287 (44), 36864-36872 (2012).
- Birnboim, H. C., Doly, J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA. Nucleic Acids Res. 7 (6), 1513-1523 (1979).
- Sanger, F., Nicklen, S., Coulson, A. R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc Natl Acad Sci U S A. 74 (12), 5463-5467 (1977).
- Sanger, F., Coulson, A. R. A rapid method for determining sequences in DNA by primed synthesis with DNA polymerase. J Mol Biol. 94 (3), 441-448 (1975).
- McHaourab, H. S., Kalai, T., Hideg, K., Hubbell, W. L. Motion of spin-labeled side chains in T4 lysozyme: effect of side chain structure. Biochemistry. 38 (10), 2947-2955 (1999).
- Gross, A., Columbus, L., Hideg, K., Altenbach, C., Hubbell, W. L. Structure of the KcsA potassium channel from Streptomyces lividans: a site-directed spin labeling study of the second transmembrane segment. Biochemistry. 38 (32), 10324-10335 (1999).
- Velisetty, P., Chakrapani, S. Desensitization mechanism in a Prokaryotic ligand-gated ion channel. J Biol Chem. 287 (22), (2012).
- Velisetty, P., Chakrapani, S. Desensitization mechanism in prokaryotic ligand-gated ion channel. J Biol Chem. 287 (22), 18467-18477 (2012).
- Chakrapani, S., Cuello, L. G., Cortes, D. M., Perozo, E. Structural dynamics of an isolated voltage-sensor domain in a lipid bilayer. Structure. 16 (3), 398-409 (2008).
- Cuello, L. G., Cortes, D. M., Perozo, E. Structural dynamics of the KvAP pore domain lacking the voltage sensing domain. Biophysical Journal. 88 (1), 19-20 (2005).
- Perozo, E., Cortes, D. M., Cuello, L. G. Structural rearrangements underlying K+-channel activation gating. Science. 285 (5424), 73-78 (1999).
- Chakrapani, S., Sompornpisut, P., Intharathep, P., Roux, B., Perozo, E. The activated state of a sodium channel voltage sensor in a membrane environment. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (12), 5435-5440 (2010).
- Vasquez, V., Sotomayor, M., Cordero-Morales, J., Schulten, K., Perozo, E. A structural mechanism for MscS gating in lipid bilayers. Science. 321 (5893), 1210-1214 (2008).
- Perozo, E., Cortes, D. M., Sompornpisut, P., Kloda, A., Martinac, B. Open channel structure of MscL and the gating mechanism of mechanosensitive channels. Nature. 418 (6901), 942-948 (2002).
- Kim, M., Xu, Q., Murray, D., Cafiso, D. S. Solutes alter the conformation of the ligand binding loops in outer membrane transporters. Biochemistry. 47 (2), 670-679 (2008).
- Kazmier, K., Sharma, S., Islam, S. M., Roux, B., McHaourab, H. S. Conformational cycle and ion-coupling mechanism of the Na+/hydantoin transporter Mhp1. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (41), 14752-14757 (2014).
- Durr, K. L., et al. Structure and dynamics of AMPA receptor GluA2 in resting, pre-open, and desensitized states. Cell. 158 (4), 778-792 (2014).
- Borbat, P. P., et al. Conformational motion of the ABC transporter MsbA induced by ATP hydrolysis. PLoS Biol. 5 (10), e271 (2007).
- Zou, P., McHaourab, H. S. Increased sensitivity and extended range of distance measurements in spin-labeled membrane proteins: Q-band double electron-electron resonance and nanoscale bilayers. Biophys J. 98 (6), 18-20 (2010).
- Pannier, M., Veit, S., Godt, A., Jeschke, G., Spiess, H. W. Dead-time free measurement of dipole-dipole interactions between electron spins. J Magn Reson. 142 (2), 331-340 (2000).
- Jeschke, G., et al. DeerAnalysis2006-a comprehensive software package for analyzing pulsed ELDOR data. Applied Magnetic Resonance. 30 (3-4), 473-498 (2006).
- Ruta, V., Jiang, Y., Lee, A., Chen, J., MacKinnon, R. Functional analysis of an archaebacterial voltage-dependent K+ channel. Nature. 422 (6928), 180-185 (2003).
- Velisetty, P., Chalamalasetti, S. V., Chakrapani, S. Structural basis for allosteric coupling at the membrane-protein interface in Gloeobacter violaceus ligand-gated ion channel (GLIC). J Biol Chem. 289 (5), 3013-3025 (2014).
- Dellisanti, C. D., et al. Site-directed spin labeling reveals pentameric ligand-gated ion channel gating motions. PLoS Biol. 11 (11), e1001714 (2013).
- Labriola, J. M., et al. Structural sensitivity of a prokaryotic pentameric ligand-gated ion channel to its membrane environment. J Biol Chem. 288 (16), 11294-11303 (2013).
- Kinde, M. N., et al. Conformational Changes Underlying Desensitization of the Pentameric Ligand-Gated Ion Channel ELIC. Structure. 23 (6), 995-1004 (2015).
- Vasquez, V., Cortes, D. M., Furukawa, H., Perozo, E. An optimized purification and reconstitution method for the MscS channel: strategies for spectroscopical analysis. Biochemistry. 46 (23), 6766-6773 (2007).
- Bayburt, T. H., Sligar, S. G. Membrane protein assembly into Nanodiscs. FEBS Lett. 584 (9), 1721-1727 (2010).
- Hanson, S. M., Francis, D. J., Vishnivetskiy, S. A., Klug, C. S., Gurevich, V. V. Visual arrestin binding to microtubules involves a distinct conformational change. J Biol Chem. 281 (14), 9765-9772 (2006).
- McCoy, J., Hubbell, W. L. High-pressure EPR reveals conformational equilibria and volumetric properties of spin-labeled proteins. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (4), 1331-1336 (2011).
- Mobius, K., et al. Combining high-field EPR with site-directed spin labeling reveals unique information on proteins in action. Magn Reson Chem. 43, 4-19 (2005).
- Lopez, C. J., Oga, S., Hubbell, W. L. Mapping Molecular Flexibility of Proteins with Site-Directed Spin Labeling: A Case Study of Myoglobin. Biochemistry. 51 (33), 6568-6583 (2012).
- Fleissner, M. R., et al. Site-directed spin labeling of a genetically encoded unnatural amino acid. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (51), 21637-21642 (2009).
- Lorenzi, M., et al. Tyrosine-targeted spin labeling and EPR spectroscopy: an alternative strategy for studying structural transitions in proteins. Angew Chem Int Ed Engl. 50 (39), 9108-9111 (2011).
