Verfahren zum Messen von RNA<em> N</em⁶ -methyladenosine Änderungen in Zellen und Geweben

Summary

Modifiziertes Northern – Blotting – Verfahren für N ⁶ -methyladenosine (m ⁶ A) Änderungen in RNA Messung beschrieben. Die aktuelle Methode können Änderungen in diversen RNAs und Kontrollen unter verschiedenen experimentellen Designs erkennen.

Abstract

N⁶-Methyladenosine (m⁶A) modifications of RNA are diverse and ubiquitous amongst eukaryotes. They occur in mRNA, rRNA, tRNA, and microRNA. Recent studies have revealed that these reversible RNA modifications affect RNA splicing, translation, degradation, and localization. Multiple physiological processes, like circadian rhythms, stem cell pluripotency, fibrosis, triglyceride metabolism, and obesity are also controlled by m⁶A modifications. Immunoprecipitation/sequencing, mass spectrometry, and modified northern blotting are some of the methods commonly employed to measure m⁶A modifications. Herein, we present a northeastern blotting technique for measuring m⁶A modifications. The current protocol provides good size separation of RNA, better accommodation and standardization for various experimental designs, and clear delineation of m⁶A modifications in various sources of RNA. While m⁶A modifications are known to have a crucial impact on human physiology relating to circadian rhythms and obesity, their roles in other (patho)physiological states are unclear. Therefore, investigations on m⁶A modifications have immense possibility to provide key insights into molecular physiology.

Introduction

Dynamic and reversible RNA modifications have important roles in RNA homeostasis. Four decades ago, N⁶-methyladenosine (m⁶A) modifications were found to be abundant in eukaryotic transcriptomes¹. They have diverse functions in messenger RNA (mRNA), ribosomal RNA (rRNA), small nucleolar RNA, transfer RNA, and microRNA². The m⁶A modifications of mRNA influence their splicing³, translation⁴, degradation⁵, and localization². Moreover, they affect ribosome biogenesis and microRNA function⁶. The evolutionary conservation of m⁶A modifications of RNA is noted in unicellular bacteria to multi-cellular humans⁷. Delineation of the roles of m⁶A modifications is currently under extensive exploration. The efforts are expected to provide new insights into transcription control. Recent studies reveal that other chemical modifications of mRNA⁸ also play critical roles in RNA metabolism.

Circadian rhythms⁹, stem cell pluripotency¹⁰, triglyceride metabolism⁴, fibrosis¹¹, obesity¹², and major depression¹³ are a few examples of processes where m⁶A modifications are known to control outcomes. Many circadian clock gene transcripts have m⁶A sites¹⁴. Modulation of m⁶A methylase or demethylase elicits circadian period changes¹⁵. Mettl3, an m⁶A transferase, is a regulator for stem cell pluripotency. A deficiency of Mettl3 leads to early embryonic lethality and aberrant lineage priming at the post-implantation stage¹⁰. A deficiency of fat mass- and obesity-associated (FTO), an m⁶A demethylase, in adipocytes affects fatty acid mobilization and body weight through posttranscriptional regulation of Angptl4⁴. These studies reveal that m⁶A not only controls mRNA processing, but also plays critical roles in embryological development and patho-physiology. The function of m⁶A modifications holds implications for therapeutic considerations in the future.

Several methods are available to measure m⁶A modifications of RNA^16-18. Traditionally, thin layer chromatography (TLC) and high-performance liquid chromatography (HPLC) are used to study the distribution of m⁶A in several RNAs^19,20. Mass spectrometry is a sensitive tool for the detection of m⁶A modifications in RNA. However, the RNA needs to be excised by RNase into short fragments before analysis by mass spectrometry²¹. Methyl-RNA immunoprecipitation and sequencing (m⁶A-Seq)²² immunoprecipitates fragmented RNAs with m⁶A-specific antibodies and performs parallel RNA sequencing. This method generates transcriptome-wide m⁶A landscapes. High-resolution mapping of m⁶A individual-nucleotide-resolution cross-linking and immunoprecipitation (miCLIP) further maps m⁶A modifications at a single-nucleotide resolution²³. Both methods provide details of m⁶A modification across the whole transcriptome, with specific genes’ information. However, quantifications and standardization in both methods are difficult if experiments require the comparison of multiple conditions. Moreover, fragmentations of RNA for m⁶A-Seq alter the original RNA structure, which may affect native m⁶A levels. To detect global m⁶A modifications of RNA and their changes under different experimental conditions, we report a method that employs a modified northern blotting protocol. This method resolves RNA by molecular weight, using gel electrophoresis¹⁸. This procedure provides better standardization and quantifications for experiments that involve multiple conditions or samples. It also provides specific m⁶A modification information for different RNAs, whether rRNA, mRNA, or microRNA.

Protocol

HINWEIS: Die Gesamt – RNA m 6 A Ebene umfasst rRNA, mRNA, und andere kleine RNAs. Da ribosomale RNA hat reichlich m 6 A Änderungen, müssen die Messung von m 6 A – Levels , diese Tatsache zu berücksichtigen. 1. RNA-Isolierung Mit Hilfe der Ribonuklease Dekontaminationslösung (gesprüht auf Papiertücher), reinigen Sie die Pipetten und Labortisch Oberflächen. Nasse Papiertücher mit Nuklease-freies Wasser und wischen Sie Pipetten und Labortisch taucht wieder auf. RNA-Extraktion Gesamt-RNA-Isolation Mit einem Overhead – Rührer, homogenisieren 50-100 mg Gewebe oder 5-10 x 10 6 Zellen in 1 ml RNA Isolationslösung bei 4 ° C gehalten. HINWEIS: Weitere Gewebe (100-150 mg) für Fettgewebe Proben von Mäusen erforderlich wegen der niedrigeren RNA-Konzentrationen darin. Proben aus Mäuse Herz, Leber, Skelettmuskel, Lunge, Gehirn stammen und Makrophagen zuvor 4 eingesetzt wurden. Imcubate die Probe Homogenate für 5 Minuten bei Raumtemperatur. Füge 100 & mgr; l 1-Brom-3-chlorpropan (BCP) pro 1 ml Probe Homogenat. Schütteln der Röhrchen kräftig für 15 s und verfahren Gesamt – RNA zu isolieren , gemäß den Anweisungen des Herstellers 24. Die polyadenylierte mRNA Purification von isolierten Gesamt-RNA Reinige polyadenylierte mRNA unter Verwendung von erhältlichen Kits oder Protokolle. Schütteln gründlich resuspendieren jeder der folgenden Lösungen: 2x Bindungslösung, Oligo (dT) Polystyrol-Kügelchen und Waschlösung. Sicherzustellen, dass das Oligo (dT) -Kügelchen erwärme auf Raumtemperatur vor dem Gebrauch. Übertragung von 120 & mgr; l Elutionslösung pro Zubereitung in ein Rohr und Wärme auf 70 ° C in einem Heizblock. Pipette bis zu 500 ug Gesamt-RNA in ein Mikrozentrifugenröhrchen. Mit nukleasefreiem Wasser, stellen Sie die Lautstärke auf 250 & mgr; l. In 250 ul 2x Bindungslösung auf die Gesamt-RNA solution und Wirbel kurz den Inhalt zu mischen. In 15 ul Oligo (dT) Perlen und Wirbel gründlich zu mischen. Inkubieren der Mischung bei 70 ° C für 3 min. Entfernen Sie die Probe aus dem Heizblock und lassen Sie es 10 Minuten lang bei Raumtemperatur stehen. Zentrifuge bei 15.000 g für 2 min. Entfernen Sie vorsichtig den Überstand, hinter etwa 50 & mgr; l zu verlassen. In 500 ul Waschlösung zum Resuspendieren des Pellets durch Pipettieren. Pipette, um die Suspension in einen Spinfilter / Sammelrohr-Set. Zentrifuge bei 15.000 g für 2 min. Entfernen Sie die Säule aus Sammelröhrchen und entsorgen Sie die Durchfluss. Bringen Sie die Spalte an die Sammelröhrchen. Pipette 500 ul Waschlösung auf den Spinfilter. Zentrifuge bei 15.000 x g für 2 min. Übertragen Sie die Spinfilter in ein frisches Sammelröhrchen. Pipettieren von 50 & mgr; l Elutionslösung erhitztbis 70 ° C auf das Zentrum des Spinfilters. Inkubieren für 2-5 min bei 70 ° C. Zentrifuge bei 15.000 × g für 1 min. Pipettieren zusätzlich 50 & mgr; l Elutionslösung auf 70 ° C auf das Zentrum des Spinfilters. Wiederholen Sie Schritt 1.2.2.1.18. Je 100 & mgr; g / mL Glykogen, 0,1 Volumen von 3 M Natriumacetat-Puffer (pH 5,2) und 2,5 Volumina absolutem Ethanol. Man fällt über Nacht bei -80 ° C. Zentrifuge bei 15.000 xg für 25 min bei 4 ° C. Überstand verwerfen. Waschen Sie das Pellet mit 1 ml 75% Ethanol. Zentrifuge bei 15.000 xg für 15 min bei 4 ° C. Sie vorsichtig das Ethanol zu entfernen. Trockene Luft für 3-5 min. Fügen Sie 10 ul Nuklease-freies Wasser, um das Pellet aufzulösen. Lagern Sie bei -70 ° C. RNA Qualifizierung und Quantifizierung Verwendung eines Spektrophotometers, bestimmen die RNA-Konzentration durch NotIng der Absorption bei 260 nm und 280 nm. Die A 260 / A 280 Verhältnis sollte 1,8-2,2 sein. Schauen Sie sich die RNA – Probe Qualität unter Verwendung von 0,8% Agarose – Gelelektrophorese 25. HINWEIS: Die intakte eukaryotischen Gesamt-RNA intensiv 28S und 18S rRNA-Banden zeigen. Das Verhältnis von 28S rRNA 18S gegen Bandenintensität für eine gute RNA-Präparation ist ~ 2. 2. Gel-Elektrophorese und Übertragung HINWEIS: Die Puffervorbereitungsprotokollen sind in Tabelle 1. Formaldehyd-Gel-Vorbereitung (1%) Spülen Sie alle Elektrophoreseapparaturen mit Diethylpyrocarbonat (DEPC) Wasser. Schmelze 2,5 g Agarose in 215 ml DEPC Wasser vollständig in einem Mikrowellenofen. Hinzufügen 12,5 ml 10x 3- (N- Morpholino) propansulfonsäure (MOPS) -Puffer und 22,5 ml 37% Formaldehyd. Gießen Sie es in die Elektrophorese-Gerät mit einer 1,5 mm dicken Kamm. Beseitigen Sie Blasen oder Push them zu den Kanten des Gels mit einem sauberen comb. Lassen Sie das Gel bei Raumtemperatur zu verfestigen. Probenvorbereitung Mischen 1-10 ug Gesamt-RNA und 11,3 & mgr; l Probenpuffer. Mix 2 ug der RNA-Marker (1 & mgr; g / & mgr; l) mit 11,3 & mgr; l des Probenpuffers. In nukleasefreiem Wasser zu den Proben von 2.2.1 und 2.2.2 bis zu einem Gesamtvolumen von 16 & mgr; l. Hitze bei 60 ° C für 5 min, und dann auf Eis kühlen. Mischungs 16 & mgr; l der Probe aus 2.2.3 mit 4 ul Tracking-Farbstoff, welche 0,1 & mgr; g enthält / & mgr; l Ethidiumbromid auf Eis. ACHTUNG: Ethidiumbromid ist möglicherweise teratogen und giftig beim Einatmen. Lesen Sie Ethidiumbromid Sicherheitsdatenblatt. Elektrophorese In 200 ml 10x MOPS bis 1.800 ml ddH 2 O – Puffer mit einem 1x MOPS Laufpuffer zu machen. Verwenden Sie die 1x MOPS Laufpuffer die Vertiefungen des Gels zu spülen. Pre-run ter Gel bei 20 V für 5 min. Laden die RNA-Proben in die Vertiefungen des Gels. Mit Folie abdecken Lichtexposition zu vermeiden. Führen Sie bei 35 V für etwa 17 Stunden (über Nacht) Untersuchen und fotografieren Sie das Gel unter UV-Licht. Übertragung Schneiden Sie das Gel den ungenutzten Teil zu entfernen. Bereiten 500 ml 10x SSC-Puffer (250 ml 20x SSC-Puffer und 250 ml DEPC-Wasser). Waschen Sie das Gel zweimal mit 10x SSC-Puffer für 20 min mit 50 Umdrehungen pro Minute schütteln. Cut 1 Filterpapierblatt groß genug , um als Docht Papier zu dienen, die Transferpuffer aus der Übertragungsschale (Abbildung 1) aufnimmt. Schneiden 4 Stück Filterpapier der gleichen Größe wie das Gel. Geschnitten 1 Blatt positiv geladene Nylonmembran auf die gleiche Größe wie das Gel. Markieren eine Kerbe auf dem Gel und die Membran als eine Markierung, um die richtige Ausrichtung zu gewährleisten. Einweichen der Membran in 2 × SSC-Puffer für 15 min. Gießen Sie 500 ml of 10x SSC-Puffer in die Transferschale. Legen Sie das große Filterpapierbogen über der Glasplatte und benetzt das Filterpapier mit Transferpuffer. Ausrollen alle Blasen mit einer Pipette. Soak 2 Stück vorgeschnittene Filterpapier in Transferpuffer und legen sie auf die Mitte des Filterpapiers aus Schritt 2.4.5. Entfernen Sie alle Blasen. Legen Sie das Gel von oben nach unten auf dem Filterpapier. Legen Sie die Membran auf der Oberseite des Gels. Ausrichten der Kerben des Gels und der Membran. Platz 2 Stücke von vorgeschnittenen Filterpapier auf der Oberseite der Membran und benetzt das Filterpapier mit Transferpuffer. Entfernen Sie alle Blasen zwischen den Schichten. Tragen Sie Plastikfolie um das Gel, um sicherzustellen, dass die Handtücher genießen nur Puffer durch das Gel vorbei und die Membran. Stapeln Sie die Papiertücher auf dem Filterpapier. Legen Sie eine überdimensionale Glasplatte auf der Oberseite der Handtücher. Legen Sie ein Gewicht auf der Oberseite des Stapels. Halten über Nacht die RNA zu ermöglichen, aus dem Gel auf die Membran zu übertragen. 3. Nachweis von N 6 -methyladenosine Membran-Crosslinking Halten Sie die Membran feucht in 2x SSC-Puffer. Platz 2 Blätter Filterpapier eingetaucht mit 10x SSC-Puffer in den UV-Vernetzer. Platzieren Sie die Membran auf der Oberseite des Filterpapiers, mit dem RNA-adsorbierten Seite nach oben. Wählen Sie "autocrosslink Modus" (120.000 & mgr; J) und drücken Sie die Schaltfläche "Start" die Bestrahlung zu initiieren. Untersuche die Membran und das Gel mit einem UV Gelbild Fängers die RNA-Transfer von dem Gel auf die Membran zu bestätigen. Immunoblotting Blockieren die Membran in 5% fettfreier Milch in Tris-gepufferter Kochsalzlösung mit Tween 20 (TBST) Puffer bei Raumtemperatur für 1 Stunde. Waschen dreimal mit TBST-Puffer für 15 min. Inkubieren Sie die Membran über Nacht in m 6 A (<em> N 6 -methyladenosine) Antikörperlösung (1: 1000 in 5% fettfreier Milch TBST – Puffer) bei 4 ° C. Waschen Sie die Membran dreimal mit TBST-Puffer für 15 min. Inkubieren der Membran in dem HRP-konjugierter Esel-Anti-Kaninchen-Antikörperlösung (1: 2000 in 5% fettfreier Milch TBST-Puffer) für 1 h bei Raumtemperatur. Waschen Sie die Membran dreimal mit TBST-Puffer für 15 min. Wenden Sie den verstärkten chemolumineszenten Substrat (0,125 ml pro cm 2 Membran). Erfassen die Chemilumineszenz mit den optimalen Einstellungen des Digital Imager nach den Anweisungen des Herstellers 26. m 6 A Quantifizierung Messen Sie die relative m 6 A Chemilumineszenzintensität mit der ImageJ Software. Unter dem ImageJ Software Wählen Sie im Menü "Datei" Option, um die zugehörigen Datei zu öffnen. Wählen Sie das "Rechteck" Werkzeug aus ImageJ und einen Rahmen ziehen umdie Signale. Wenn ribosomale RNA nicht im Mittelpunkt der Experimente ist, vermeiden Sie die 18S und 28S ribosomale RNA m 6 A Bänder für die Berechnung. Klicken Sie auf "Befehl" und "1" die gewählte Spur zu bestätigen. Drücken Sie die "Command" und "3" das ausgewählte Grundstück zu zeigen. Klicken Sie auf den "Straight" Werkzeug und Linien zeichnen den segmentierten Bereich zu trennen. Klicken Sie auf die "Wand" Werkzeug, um die Messungen aufzuzeichnen. Exportieren Sie die Daten. Normalisieren die Niveaus von m 6 A mit der 18S ribosomale RNA – Bande aus dem Ethidiumbromidfärbung.

Representative Results

Nach 14 Tagen im normalen Licht-Dunkel-zirkadianen Phase, die Wildtyp-Mäuse wurden in konstanter Dunkelheit platziert. Die RNAs aus der Leber wurden bei 4 Stunden Intervallen abgetastet und mit modifiziertem Northern-Blotting untersucht. Die Methylierung von rRNAs, mRNAs und kleine RNAs wurden eindeutig nachgewiesen (Figur 2). Der Vergleich zwischen den verschiedenen Tageszeiten (CT) kann genau mit der 18S rRNA-Standard berechnet werden. Es gab robuste zirkadiane Oszillation von m 6 A – Spiegel in rRNA, mRNA und kleinen RNAs. Um die Störungen zu vermeiden, indem rRNA dargebotene kann polyadenylierte RNA gereinigt werden, wie es in Schritt 1.2.2. Nach der Reinigung kann die rRNA weitgehend eliminiert zur besseren Visualisierung der anderen RNAs (Figur 3) zu ermöglichen. <stron g> Abbildung 1: Die Blot-Transfereinheit zusammenbauen. Die kapillare Übertragungseinheit für die RNA an die Membran-Blotting gezeigt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen. Abbildung 2: Circadian Rhythmus der m 6 A – Spiegel in C57BL / 6J – Mäusen. Diese Abbildung zeigt die m 6 A – Blot von Gesamt – RNA aus der Leber von Wildtyp – Mäusen am ersten Tag des Dunkeldunkelphase nach 14 Tagen einer normalen Hell-Dunkel – Phase bei 4 h Intervallen geopfert. Die Quantifizierung wurde mit der m getan 6 A Bilddichteunterschied zwischen 18S und 28S rRNA. Die m 6 A Fluss wurde am Boden mit dem 18S – rRNA – Band aus dem Formaldehyd – Gel normalisiert.et = "_ blank"> Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen. Abbildung 3: Die m 6 A Blots mit oder ohne rRNA. Representative m 6 A – Blots von Gesamt – RNA und polyadenylierte RNA aus der Leber von Wildtyp – Mäusen gezeigt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen. 1 10x MOPS-Puffer (pH 7,0, vor Licht schützen) MOPS 41,85 G 0,2 M Natriumacetat 4.1 G 0,05 M EDTA, Dinatriumsalz 3.7 G 0,01 M DEPC Wasser Gesamt 1 L Rühre bei Raumtemperatur 2 20x SSC-Puffer (pH 7,0) Kochsalz 175,3 G 3 M Trinatriumcitrat 88.3 G 0,3 M DEPC Wasser Gesamt 1 L </td> Rühre bei Raumtemperatur, dann autoklaviert 3 Tracking-Dye 10x MOPS-Puffer 500 ul 1x Ficoll 400 0,75 G 15% Bromphenolblau 0,01 G 0,2% Xylencyanol 0,01 G 0,2% DEPC Wasser Gesamt 5 ml Lagerung bei -20 ° C 4 DEPC Wasser Verdünnen Verhältnis bei 1: 1000 von DEPC in ddH 2 O Rühre über Nacht bei Raumtemperatur, dann autoklaviert 5 Probenpuffer (vor Licht schützen) 10x MOPS-Puffer 200 ul 37% Formaldehyd 270 ul Formamid 660 ul Lagerung bei -20 ° C </tbody> Tabelle 1: Puffer und Lösungen.

Discussion

Modifications of RNA have important roles in cellular function and physiology. The current understanding of the regulation, function, and homeostasis of these modifications is still being explored and expanded⁸. Therefore, a precise and gold-standard method to evaluate the modifications of RNA is needed. The modified northern blotting method provides precise quantification of RNA modifications and clear delineation of the modifications in diverse RNAs. Although the method requires at least 3 days, it can be standardized and can be used in various experimental designs. Moreover, with different antibodies, it can detect different RNA modifications²⁷.

It is important to separate different RNAs when analyzing RNA modifications. Ribosomal RNA comprises a large portion of the total amount of RNA^28,29. The results from analyzing RNA modifications only in total RNA will represent mostly the changes of rRNA. Methylation and other such modifications of rRNA could potentially mask the changes in other RNAs. With the procedure of gel separation, the modifications of mRNA and other small RNAs can be more accurately analyzed.

Transcriptome-wide mapping with m⁶A immunoprecipitation and sequencing provides detailed insight into the modification of each type of RNA²². It provides information on the specific RNAs and a resolution of around 80-120 bp. Although m⁶A-Seq can compare the modifications between different experimental conditions, the selection of proper standards and controls for such experiments is difficult¹⁸. Immunoprecipitation is difficult to reproduce, often giving significant variations amongst repeats. Moreover, m⁶A-Seq requires the fragmentation of RNA samples before immunoprecipitation and sequencing³⁰. The fragmentation process could potentially induce undue influences on the original RNA modifications. If the experiment does not need the specific gene’s information but requires different conditions for comparison, the current method provides better visualization and control for diverse experimental setups.

Modification of RNA is an important step in regulating transcriptional control³¹. However, the homeostasis and the regulatory mechanisms of various RNA modifications under diverse physiological realms are still unclear. Using the present modified northern blotting method, different RNA modifications can be quantified and compared. Furthermore, the changes and regulations of RNA modifications can be investigated in greater detail. In the future, it could also be possible to combine the experimental data from both the classical northern blotting and the modified northern blotting protocols, providing greater insights into RNA biology.

The most important factor determining the success of the modified northern blotting protocol is the integrity of the RNA sample. RNAs with some amount of degradation may yield good classical northern blotting results, but this could potentially have significant impact on the modified northern blotting results. The modifications of RNA in different tissues or cell lines could also vary significantly. It is important to test the suitable RNA sample loads for different tissues before performing the final experiments.

As blotting procedures have been traditionally named after Dr. Southern and different geographical directions, we propose the name “northeastern” blotting for the current technique.

Materials

RNaseZap solution	Ambion	AM9782	Protocol 1.1
TRI Reagent solution	Ambion	AM9738	Protocol 1.2.1.1
1-Bromo-3-chloropropane (BCP)	Sigma	B9673	Protocol 1.2.1.3
Ethanol	JTbaker	8006	Protocol 1.2.1.3
Isopropanol	Sigma	I9516	Protocol 1.2.1.3
GenElute mRNA Miniprep Kit	Sigma	MRN70	Protocol 1.2.2.1
Glycogen	Ambion	AM9510	Protocol 1.2.2.2
Sodium acetate	Fluka	71183	Protocol 1.2.2.2
Nuclease-free water	Ambion	AM9930	Protocol 1.2.2.6
DEPC	Sigma	D5758	Protocol 2.1.1
Agarose	JT Baker	A426	Protocol 2.1.2
MOPS	Sigma	M1254	Protocol 2.1.3
37% formaldehyde Solution	Sigma	F8775	Protocol 2.1.3
EDTA, Disodium Salt	JT Baker	8993	Protocol 2.1.3 10X MOPS buffer
formamide	Sigma	F7503	Protocol 2.2.1
RNA Millennium Marker	Ambion	AM7150	Protocol 2.2.2
Ethidium Bromide	Amresco	X328	Protocol 2.2.5
Ficoll 400	GE Healthcare	17-0300-10	Protocol 2.2.5 tracking dye
Bromophenol blue	Sigma	114391	Protocol 2.2.5 tracking dye
Xylene Cyanol	Sigma	X4126	Protocol 2.2.5 tracking dye
Sodium chloride	JT Baker	3624	Protocol 2.4.2 20X SSC buffer
Trisodium citrate	Sigma	S1804	Protocol 2.4.2 20X SSC buffer
filter paper	GE Healthcare	RPN6101M	Protocol 2.4.4
GE Hybond-N+ membrane	GE Healthcare	RPN303B	Protocol 2.4.6
Stratalinker UV Crosslinker 2400	Stratagene	400075	Protocol 3.1.2
Gel Catcher 1500	ANT Technology	Gel Catcher 1500	Protocol 3.1.5
Anti-m6A (N6-methyladenosine)	Synaptic Systems	202003	Protocol 3.2.3
Amersham ECL Anti-Rabbit IgG, HRP-linkd whole Ab	GE Healthcare	NA934	Protocol 3.2.5
ChemiDoc MP System	BIO-RAD	1708280	Protocol 3.2.8