인간 인플루엔자 바이러스 감염의 Zebrafish의 모델을 사용하여 항 바이러스 약품을 화면 및 호스트 면역 세포 반응의 특성을
Summary
Systemic and localized zebrafish infection models for human influenza A virus are demonstrated. Using a systemic infection model, zebrafish can be used to screen antiviral drugs. Using a localized infection model, zebrafish can be used to characterize host immune cell responses.
Abstract
Each year, seasonal influenza outbreaks profoundly affect societies worldwide. In spite of global efforts, influenza remains an intractable healthcare burden. The principle strategy to curtail infections is yearly vaccination. In individuals who have contracted influenza, antiviral drugs can mitigate symptoms. There is a clear and unmet need to develop alternative strategies to combat influenza. Several animal models have been created to model host-influenza interactions. Here, protocols for generating zebrafish models for systemic and localized human influenza A virus (IAV) infection are described. Using a systemic IAV infection model, small molecules with potential antiviral activity can be screened. As a proof-of-principle, a protocol that demonstrates the efficacy of the antiviral drug Zanamivir in IAV-infected zebrafish is described. It shows how disease phenotypes can be quantified to score the relative efficacy of potential antivirals in IAV-infected zebrafish. In recent years, there has been increased appreciation for the critical role neutrophils play in the human host response to influenza infection. The zebrafish has proven to be an indispensable model for the study of neutrophil biology, with direct impacts on human medicine. A protocol to generate a localized IAV infection in the Tg(mpx:mCherry) zebrafish line to study neutrophil biology in the context of a localized viral infection is described. Neutrophil recruitment to localized infection sites provides an additional quantifiable phenotype for assessing experimental manipulations that may have therapeutic applications. Both zebrafish protocols described faithfully recapitulate aspects of human IAV infection. The zebrafish model possesses numerous inherent advantages, including high fecundity, optical clarity, amenability to drug screening, and availability of transgenic lines, including those in which immune cells such as neutrophils are labeled with fluorescent proteins. The protocols detailed here exploit these advantages and have the potential to reveal critical insights into host-IAV interactions that may ultimately translate into the clinic.
Introduction
세계 보건기구 (WHO)에 따르면, 인플루엔자 바이러스는 성인의 5 ~ 10 % 매년 어린이의 20 ~ 30 %를 감염 심각한 질병의 3~5,000,000가지 경우가 발생할 전세계 1 최대 50 만 명이 사망. 독감에 대한 연간 예방 접종은 질병을 예방하는 가장 좋은 옵션이 남아있다. 세계 보건기구 (WHO) 행동 계획 등의 노력은 질병률 및 계절 인플루엔자 발병 2와 연관된 사망률을 감소시키기 위해 더 강력한 백신 전략에 사용 계절 백신 백신 생산 능력 및 연구 개발이 증가하고있다. 뉴 라미니다 아제 억제제 (예 : 자 나미 비르와 오셀 타미 비르 (Oseltamivir)) 같은 항 바이러스 약물은 일부 국가에서 사용할 수 있으며, 발병 3, 4, 5의 첫 48 시간 내에 투여시, 완화 증상에 효과가 입증하고있다. 글로벌 노력에도 불구하고, 계절 인플루엔자의 봉쇄 OU인플루엔자 바이러스 항원 드리프트 종종 바이러스 (6)의 게놈 변화에 적응하기 위해 현재의 능력을 초과하는 tbreaks이 시점에서 강력한 도전 남아있다. 바이러스의 새로운 균주를 대상으로 백신 전략을 미리 개발해야하고 때로는 인해 결국 독감 시즌에 우세 균주의 종류에 예상치 못한 변화에 최적의 효과보다 렌더링됩니다. 이러한 이유로, 감염을 함유 사망률을 감소시키기위한 대안적인 치료 전략을 개발되어야 할 필요가있다. 호스트 바이러스 작용의 더 나은 이해를 달성함으로써, 신규 항 인플루엔자 의약품 및 치료 보조제 (7, 8)를 개발하는 것이 가능하다.
인간의 호스트 인플루엔자 바이러스 (IAV) 상호 작용은 복잡하다. 인간 IAV 감염의 여러 동물 모델을 포함하여, 숙주 바이러스의 상호 작용에 대한 통찰력을 얻기 위해 개발되어왔다마우스, 기니아 피그, 면화, 쥐, 햄스터, 흰 족제비와 원숭이 9 보내고. 호스트 IAV 역학의 이해를 개선 한 중요한 데이터를 제공하는 한편, 각각의 모델 생물은 인간 의학에 결과를 해석 할 때 고려해야 할 중요한 결점을 가지고있다. 인간 인플루엔자 9 분리 감염 예를 들어, 가장 널리 사용되는 모델이다 생쥐는 쉽게 IAV 유도 감염 증상이 없다. 마우스는 마우스 상피 세포 대신 인간 상피 세포 (10) 상에 표현되는 α-2,6- 시알 산 결합의 α-2,3- 결합 시알 산을 발현 때문에 인간 인플루엔자에 대한 자연 친 화성 균주 부족하기 때문이다. 인간 IAV에 존재하는 헤 마글 루티 닌 단백질은 바람직하게는, 결합하여 수용체 – 매개 엔도 시토 시스 9, 11 내지 α-2,6- 시알 산 결합을 함유하는 숙주 세포를 입력 균주 </s12, 13>까지. 결과적으로, 이제 인간 인플루엔자 마우스 모델을 개발주의 인간 질병의 양상 요점을 되풀이 질환 표현형을 달성하기 위해 인플루엔자 적합한 균주 마우스의 적절한 변형을 짝 수행되어야 함을 허용한다. 반면, 흰 족제비의 상기도의 상피 세포가 인간 세포 (14)과 유사 α-2,6- 시알 산 결합을 갖는다. 감염된 흰 족제비는 인간과 조류 인플루엔자 바이러스 (14)의 병원성 및 전달 특성, (15)을 포함하여 인간의 질병에서 관찰되는 병리 및 임상, 많은 기능을 공유 할 수 있습니다. 또한 백신 유효성 시험에 매우 의무가 있습니다. 그럼에도 불구하고, 인간 인플루엔자의 흰 족제비 모델은 통계 signifi의 획득을 주로 크기와 사육 비용에 관한 몇 가지 단점이있다캔트 데이터 도전은. 또한, 흰 족제비 이전 테스트 효율이 어려워 약물 동력학, 생체 이용률 및 독성에 차이를 표시하고있다. 예를 들어, 흰 족제비는 M2 이온 채널 억제제 아만타딘 (16)에 독성을 나타낸다. 따라서, 인간 IAV 감염에 대한 질문을 연구하는 동물 모델을 선택하는데, 그것의 고유의 장점과 한계 및 조사하에 호스트 바이러스의 상호 작용의 측면을 고려하는 것이 중요하다 분명하다.
제브라 피쉬, 다니오 레 리오는 <면역 반응을 호스팅 미생물 감염을 조사하는 독특한 기회를 제공 동물 모델, 잠재적 약물 치료 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23이며SUP 클래스 = "외부 참조"> 24, 25, 26, 27, 28. 제브라 피쉬 세포의 표면 상에 α-2,6- 연결된 시알 산의 존재는 감염 연구에서 부담 및 IAV (19)의 형광 리포터 균주를 사용하여 생체 내에서 촬상 된 IAV에 감수성을 제시 하였다. IAV 감염 제브라에서 바이러스 ifnphi1 및 MXA 사체의 발현 증가는 선천성 면역 반응을 자극되었다는 것을 지시하고, 부종 및 조직 파괴를 포함 IAV 감염 제브라 의해 표시되는 병리는 인간 인플루엔자 감염에서 관찰되는 것과 유사 . 또한, IAV 바이러스 뉴 라미니다 아제 억제제 자 나미 비르 제한 사망률과 제브라 피쉬 (19)의 감소 바이러스 복제.
이 보고서에서, 시스템을 시작하기위한 프로토콜제브라 피쉬 배아에서 IC IAV 감염 설명한다. 증명의 원리와 같은 임상 적 투여 량 나미 비르를 사용하여, 항 바이러스 작용에 대한 심사 화합물이 제브라 피쉬 IAV 감염 모델의 유용성이 입증된다. 또한, 상기 제브라 지역화 상피 IAV 감염을 발생시키기위한 프로토콜, 해부학 적 및 기능적으로 유사한 포유류의 폐 21, 29, 30, 31 인 것으로 간주되는 기관을 블래 수영 설명한다. 이 국부 IAV 감염 모델을 이용하여, 감염 부위에 호중구 모집 IAV 감염 및 염증 호중구 생물학의 역할에 대한 연구를 가능하게 추적 될 수있다. 이 모델은 인간 제브라 IAV 감염 기존 동물 모델을 보완 소분자 때문에 개선의 가능성의 면역 세포 반응을 시험하는데 특히 유용tatistical 전력, 높은 처리량 분석에 중등도 용량 및 능력이 빛을 현미경과 면역 세포의 행동과 기능을 추적 할 수 있습니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
인간 숙주 병원체 상호 작용을 모델링하기 위해 작은 동물을 사용하여 얻은 효과를 최대화하기 위해, 상기 모델 시스템의 고유의 장점을 활용할 연구 질문 테스트 프레임 가설하는 것이 중요하다. 인간의 IAV 감염의 모델로, 제브라 피쉬는 높은 생산력, 광학 선명도, 약물 검사에 복종 할 의무 및 호중구 등의 면역 세포를 라벨 유전자 변형 라인의 가용성 등 여러 가지 장점을 가지고 있습니다. 제?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors wish to thank Mark Nilan for zebrafish care and maintenance and Meghan Breitbach and Deborah Bouchard for propagating NS1-GFP and determining IAV titers. This research was supported by NIGMS grant NIH P20GM103534 and the Maine Agricultural and Forest Experiment Station (Publication Number 3493).
Materials
| Instant Ocean | Spectrum Brands | SS15-10 | |
| 100 x 25 mm sterile disposable Petri dishes | VWR | 89107-632 | |
| Transfer pipettes | Fisherbrand | 13-711-7M | |
| Tricaine- S (MS-222) | Western Chemical | ||
| Borosilicate glass capillary with filament | Sutter Instrument | BF120-69-10 | |
| Flaming/Brown micropipette puller | Sutter Instrument | P-97 | |
| Agarose | Lonza | 50004 | |
| Zanamivir | AK Scientific | G939 | |
| Dumont #5 forceps | Electron Microscopy Sciences | 72700-D | |
| Microloader tips | Eppendorf | 930001007 | |
| Microscope immersion oil | Olympus | IMMOIL-F30CC | |
| Microscope stage calibration slide | AmScope | MR095 | |
| MPPI-3 pressure injector | Applied Scientific Instrumentation | ||
| Stereo microscope | Olympus | SZ61 | |
| Back pressure unit | Applied Scientific Instrumentation | BPU | |
| Micropipette holder kit | Applied Scientific Instrumentation | MPIP | |
| Foot switch | Applied Scientific Instrumentation | FSW | |
| Micromanipulator | Applied Scientific Instrumentation | MM33 | |
| Magnetic base | Applied Scientific Instrumentation | Magnetic Base | |
| Phenol red | Sigma-Aldrich | P-4758 | |
| Low temperature incubator | VWR | 2020 | |
| SteREO Discovery.V12 | Zeiss | ||
| Illuminator | Zeiss | HXP 200C | |
| Cold light source | Zeiss | CL6000 LED | |
| Glass-bottom multiwell plate, 24 well | Mattek | P24G-0-13-F | |
| Confocal microscope | Olympus | IX-81 with FV-1000 laser scanning confocal system | |
| Fluoview software | Olympus | ||
| Prism v6 | GraphPad | ||
| Influenza A/PR/8/34 (H1N1) virus | Charles River | 490710 | |
| Influenza A X-31, A/Aichi/68 (H3N2) | Charles River | 490715 | |
| Influenza NS1-GFP | Referenced in Manicassamy et al. 2010 | ||
| Tg(mpx:mCherry) | Referenced in Lam et al. 2013 | ||
References
- De Clercq, E. Antiviral agents active against influenza A viruses. Nat Rev Drug Discov. 5 (12), 1015-1025 (2006).
- von Itzstein, M. The war against influenza: discovery and development of sialidase inhibitors. Nat Rev Drug Discov. 6 (12), 967-974 (2007).
- Fiore, A. E., et al. Antiviral Agents for the Treatment and Chemoprophylaxis of Influenza. Centers for Disease Control and Prevention. , 1-26 (2011).
- Krammer, F., Palese, P. Advances in the development of influenza virus vaccines. Nat Rev Drug Discov. 14 (3), 167-182 (2015).
- Ren, H., Zhou, P. Epitope-focused vaccine design against influenza A and B viruses. Curr Opin Immunol. 42, 83-90 (2016).
- Webster, R. G., Govorkova, E. A. Continuing challenges in influenza. Ann N Y Acad Sci. 1323, 115-139 (2014).
- Bouvier, N. M., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
- Ibricevic, A., et al. Influenza virus receptor specificity and cell tropism in mouse and human airway epithelial cells. J Virol. 80 (15), 7469-7480 (2006).
- Skehel, J. J., Wiley, D. C. RECEPTOR BINDING AND MEMBRANE FUSION IN VIRUS ENTRY: The Influenza Hemagglutinin. Annu Rev Biochem. 69 (1), 531 (2000).
- Rust, M. J., Lakadamyali, M., Zhang, F., Zhuang, X. Assembly of endocytic machinery around individual influenza viruses during viral entry. Nat Struct Mol Biol. 11 (6), 567-573 (2004).
- Stencel-Baerenwald, J. E., Reiss, K., Reiter, D. M., Stehle, T., Dermody, T. S. The sweet spot: defining virus-sialic acid interactions. Nature Rev Microbiol. 12 (11), 739-749 (2014).
- Herlocher, M. L., et al. Ferrets as a Transmission Model for Influenza: Sequence Changes in HA1 of Type A (H3N2) Virus. J Infect Dis. 184 (5), 542-546 (2001).
- Belser, J. A., Katz, J. M., Tumpey, T. M. The ferret as a model organism to study influenza A virus infection. Dis Model Mech. 4 (5), 575-579 (2011).
- Cochran, K. W., Maassab, H. F., Tsunoda, A., Berlin, B. S. Studies on the antiviral activity of amantadine hydrochloride. Ann N Y Acad Sci. 130 (1), 432-439 (1965).
- de Oliveira, S., Boudinot, P., Calado, A., Mulero, V. Duox1-derived H2O2 modulates Cxcl8 expression and neutrophil recruitment via JNK/c-JUN/AP-1 signaling and chromatin modifications. J Immunol. 194 (4), 1523-1533 (2015).
- de Oliveira, S., et al. Cxcl8 (IL-8) mediates neutrophil recruitment and behavior in the zebrafish inflammatory response. J Immunol. 190 (8), 4349-4359 (2013).
- Gabor, K. A., et al. Influenza A virus infection in zebrafish recapitulates mammalian infection and sensitivity to anti-influenza drug treatment. Dis Model Mech. 7 (11), 1227-1237 (2014).
- Galani, I. E., Andreakos, E. Neutrophils in viral infections: Current concepts and caveats. J Leukoc Biol. 98 (4), 557-564 (2015).
- Gratacap, R. L., Rawls, J. F., Wheeler, R. T. Mucosal candidiasis elicits NF-kappaB activation, proinflammatory gene expression and localized neutrophilia in zebrafish. Dis Model Mech. 6 (5), 1260-1270 (2013).
- Henry, K. M., Loynes, C. A., Whyte, M. K., Renshaw, S. A. Zebrafish as a model for the study of neutrophil biology. J Leukoc Biol. 94 (4), 633-642 (2013).
- Mathias, J. R., et al. Live imaging of chronic inflammation caused by mutation of zebrafish Hai1. J Cell Sci. 120 (19), 3372-3383 (2007).
- Shelef, M. A., Tauzin, S., Huttenlocher, A. Neutrophil migration: moving from zebrafish models to human autoimmunity. Immunol Rev. 256 (1), 269-281 (2013).
- Walters, K. B., Green, J. M., Surfus, J. C., Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Live imaging of neutrophil motility in a zebrafish model of WHIM syndrome. Blood. 116 (15), 2803-2811 (2010).
- Yoo, S. K., et al. Differential regulation of protrusion and polarity by PI3K during neutrophil motility in live zebrafish. Dev Cell. 18 (2), 226-236 (2010).
- Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Spatiotemporal photolabeling of neutrophil trafficking during inflammation in live zebrafish. J Leukoc Biol. 89 (5), 661-667 (2011).
- Yoo, S. K., et al. The role of microtubules in neutrophil polarity and migration in live zebrafish. J Cell Sci. 125 (23), 5702-5710 (2012).
- Winata, C. L., et al. Development of zebrafish swimbladder: The requirement of Hedgehog signaling in specification and organization of the three tissue layers. Dev Biol. 331 (2), 222-236 (2009).
- Perry, S. F., Wilson, R. J., Straus, C., Harris, M. B., Remmers, J. E. Which came first, the lung or the breath?. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 129 (1), 37-47 (2001).
- Gratacap, R. L., Bergeron, A. C., Wheeler, R. T. Modeling mucosal candidiasis in larval zebrafish by swimbladder injection. J Vis Exp. (93), e52182 (2014).
- Adatto, I., Lawrence, C., Thompson, M., Zon, L. I. A New System for the Rapid Collection of Large Numbers of Developmentally Staged Zebrafish Embryos. PLoS ONE. 6 (6), e21715 (2011).
- Manicassamy, B., et al. Analysis of in vivo dynamics of influenza virus infection in mice using a GFP reporter virus. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (25), 11531-11536 (2010).
- Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): a review. Aquaculture. 269 (1), 1-20 (2007).
- Lam, P. -. y., Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Heat Shock Modulates Neutrophil Motility in Zebrafish. PLoS ONE. 8 (12), e84436 (2013).
- Shelton, M. J., et al. Zanamivir pharmacokinetics and pulmonary penetration into epithelial lining fluid following intravenous or oral inhaled administration to healthy adult subjects. Antimicrob Agents Chemother. 55 (11), 5178-5184 (2011).
- Sullivan, C., Kim, C. H. Zebrafish as a model for infectious disease and immune function. Fish Shellfish Immunol. 25 (4), 341-350 (2008).
- MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
- Brandes, M., Klauschen, F., Kuchen, S., Germain, R. N. A systems analysis identifies a feedforward inflammatory circuit leading to lethal influenza infection. Cell. 154 (1), 197-212 (2013).
- Narasaraju, T., et al. Excessive neutrophils and neutrophil extracellular traps contribute to acute lung injury of influenza pneumonitis. Am J Pathol. 179 (1), 199-210 (2011).
- Pillai, P. S., et al. Mx1 reveals innate pathways to antiviral resistance and lethal influenza disease. Science. 352 (6284), 463-466 (2016).
- Stifter, S. A., et al. Functional Interplay between Type I and II Interferons Is Essential to Limit Influenza A Virus-Induced Tissue Inflammation. PLoS Pathog. 12 (1), e1005378 (2016).
- Vlahos, R., Stambas, J., Selemidis, S. Suppressing production of reactive oxygen species (ROS) for influenza A virus therapy. Trends Pharmacol Sci. 33 (1), 3-8 (2012).
- Palic, D., Andreasen, C. B., Ostojic, J., Tell, R. M., Roth, J. A. Zebrafish (Danio rerio) whole kidney assays to measure neutrophil extracellular trap release and degranulation of primary granules. J Immunol Methods. 319 (1-2), 87-97 (2007).
- Renshaw, S. A., et al. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
- Mathias, J. R., et al. Characterization of zebrafish larval inflammatory macrophages. Dev Comp Immunol. 33 (11), 1212-1217 (2009).
- Pase, L., et al. Neutrophil-delivered myeloperoxidase dampens the hydrogen peroxide burst after tissue wounding in zebrafish. Curr Biol. 22 (19), 1818-1824 (2012).
- Drescher, B., Bai, F. Neutrophil in viral infections, friend or foe?. Virus Res. 171 (1), 1-7 (2013).
- Iwasaki, A., Pillai, P. S. Innate immunity to influenza virus infection. Nat Rev Immunol. 14 (5), 315-328 (2014).
- Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nat Rev Immunol. 13 (3), 159-175 (2013).
- Summers, C., et al. Neutrophil kinetics in health and disease. Trends Immunol. 31 (8), 318-324 (2010).
- Tate, M. D., Brooks, A. G., Reading, P. C. The role of neutrophils in the upper and lower respiratory tract during influenza virus infection of mice. Respir Res. 9, 57 (2008).
- Tate, M. D., et al. Neutrophils ameliorate lung injury and the development of severe disease during influenza infection. J Immunol. 183 (11), 7441-7450 (2009).
- Tumpey, T. M., et al. Pathogenicity of influenza viruses with genes from the 1918 pandemic virus: functional roles of alveolar macrophages and neutrophils in limiting virus replication and mortality in mice. J Virol. 79 (23), 14933-14944 (2005).
- Wheeler, J. G., Winkler, L. S., Seeds, M., Bass, D., Abramson, J. S. Influenza A virus alters structural and biochemical functions of the neutrophil cytoskeleton. J Leukoc Biol. 47 (4), 332-343 (1990).
- de Oliveira, S., et al. Cxcl8-l1 and Cxcl8-l2 are required in the zebrafish defense against Salmonella Typhimurium. Dev Comp Immunol. 49 (1), 44-48 (2015).
- Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Neutrophils in host defense: new insights from zebrafish. J Leukoc Biol. 98 (4), 523-537 (2015).
